Növénytermesztési és Kertészeti Tudományok Doktori Iskola. Pannon Egyetem Georgikon Kar

Átírás

1 Növénytermesztési és Kertészeti Tudományok Doktori Iskola Pannon Egyetem Georgikon Kar Szılıvírusok elıfordulása Magyarországon, valamint a hazai Grapevine leafroll- associated virus 1 és 3 izolátumok molekuláris vizsgálata Doktori (Ph. D.) értekezés tézisei Készítette: Cseh Eszter okleveles növényorvos Témavezetık Dr. Gáborjányi Richard professor emeritus, az MTA doktora Dr. Takács András Péter egyetemi docens Keszthely 2012

2 1. A vizsgálatok elızményei és célkitőzései A vírusmentes szılı szaporítóanyag használata alapvetıen fontos tényezı a megfelelı termésmennyiség és minıség elérése érdekében. Az utóbbi 50 évben jelentıs eredmények születtek a szılı vírusok kutatásában. Szabadföldi megfigyelésekkel, hagyományosnak tekinthetı lágyszárú és fás szárú teszteléssel valamint szerológiai módszerekkel azonosították a kórokozókat és alakították ki a szaporítóanyagok vírusfertızöttségét ellenırzı programot. Lehoczky János és munkatársainak nevéhez főzıdik hazánkban 15 vírusbetegség leírása a szılırıl és kórokozókat hozzárendelése. Az elmúlt évtizedekben technika fejlıdésével elıtérbe kerültek a molekuláris módszerek. Elınyük, hogy kisebb víruskoncentrációnál is megbízhatóan alkalmazhatók, olyan vírusok kimutatására is használhatók, amelyek esetében nem állt rendelkezésre antiszérum. Segítségükkel, sokkal pontosabb képet kaphatunk a vírusgenom szerkezetérıl, tulajdonságairól, a kódolt fehérjék szerepérıl, továbbá információkat nyerhetünk arról is, hogy az egyes vírusok, vírus izolátumok rokonságban állnak más vírusokkal, illetve vírusizolátumokkal. Magyarországon a szılıvírusok molekuláris módszerekkel történı elemzésérıl és azok eredményeirıl nincs információ. Napjainkban az országok közötti kereskedelmi tevékenységek, és a szaporítóanyag csere miatt fennáll a veszélye Magyarországon eddig még le nem írt, új kórokozók behurcolásának. A vírusevolúció miatt új törzsek jelenhettek meg, de az is lehetséges, hogy a terjedésben és a termıterületben fellépı változások miatt megváltoztak az egyes vírusok elterjedési arányai. Mindezek alapján szükség volt egy újabb virológiai felmérésre Magyarország termı szılı ültetvényeiben. Az elızetes felmérések adatai alapján indokolttá vált vírus izolátumok győjtése, fenntartása, génbanki elhelyezése és a molekuláris vizsgálatok elvégzése. Célkitőzésünk volt: a hazánkban leírt szılıpatogén vírusok eddigi rendszerezésének felülvizsgálata a mai molekuláris vizsgálatok eredményei alapján; Magyarország különbözı borvidékein virológiai vizsgálatok elvégzése; a vírusbetegségek és kórokozói pontosabb azonosítása; a begyőjtött vírus izolátumok molekuláris jellemzésének megindítása, az izolátumok adatainak génbanki elhelyezése 2

3 2. Módszerek 2.1. Növényi minták győjtése A három éves felmérés során 17 borvidék, mintegy 31 mintavételi helyérıl - különbözı korú, fajta-összetételő és mérető termıültetvényekbıl - Balatonboglár, Lengyeltóti (Balatonboglári borvidék), Kıszeg (Soproni borvidék), Badacsonytomaj, Káptalantóti, Szent György- hegy (Badacsonyi borvidék), Cserszegtomaj, Kékkút (Balatonfelvidéki borvidék), Csopak (Balatonfüred-Csopaki borvidék), Etyek (Etyek-Budai borvidék), Kecskemét (Kunsági borvidék,) Tokaj, Tarcal (Tokaji borvidék), Szomolya, Noszvaj, Eger (Egri borvidék), Bogács (Bükki borvidék), Gyöngyöstarján (Mátrai borvidék), Görögszó, Bátaszék (Szekszárdi borvidék), Kismórágy, Izmény (Tolnai borvidék), Somló (Somlói borvidék), Pécs (Pécsi borvidék), Villány (Villányi borvidék) és Nagyrada, Csörnyeföld, Dobri, Zalaszentbalázs, Zalaszentgrót, Murakeresztúr, (Zalai borvidék) győjtöttük be a vírusbetegségekre jellemzı tüneteket mutató szılıtıkék levélmintáit. A Nepovirus, Maculavirus, Alfamovirus nemzetségekhez tartozó vírusok kimutatására legalkalmasabb a szılı virágzásától a nyári meleg beköszöntéig tartó idıszak volt. A legjobb eredményt a virágzástól bogyókötıdésig, a vitorla közelébıl győjtött fiatalabb levelek adtak. A másik mintagyőjtési idıszak a bogyó zsendülésétıl nyár végéig, ısz elejéig terjedı idıszak volt, ami a Closterovirus, Ampelovirus, Vitivirus nemzetségbe tartozó vírusok kimutatására volt alkalmas. Ilyenkor célszerő az idısebb levelekbıl, az alsóbb levél emeletekrıl mintát győjteni, mert a víruskoncentráció, ezekben az idıszakokban a legmagasabb és így a szerológiai felmérés eredménye is megbízhatóbb lett. A szılı levélmintákat a vizsgálni kívánt vírusok által okozott tünetek alapján győjtöttük, amelyek a levéldeformáció, mozaik, vörösödés, sárgulás, klorózis, nekrotikus foltosság, krómsárga mozaik, sárga mozaik, érmenti mozaik, érnekrózis, faszöveti elváltozások voltak. Az azonosíthatóság miatt a vizsgált szılıtıkéket mőanyag szalaggal, megjelöltük, a tapasztalt tüneteket feljegyeztük. A mintákat a vizsgálat helyszínére hőtıtáskába szállítottuk és a vizsgálat elvégzéséig 4 o C-on tároltuk Lágyszárú bioteszt A szerológiai vizsgálatokkal egyidıben lágyszárú bioteszteket is végeztünk. A hagyományos módszerekkel végzett mechanikai átvitelhez Chenopodium quinoa, Ch. amaranticolor, és Nicotiana benthamiana lágyszárú tesztnövényeket alkalmaztunk 3

4 2.3. Szerológiai módszer A növényvírusok kimutatására leggyakrabban alkalmazott szerológiai módszer a Double Antibody Sandwich (DAS) Enzyme linked Immunosorbent Assay (ELISA), azaz a kettıs antitest szendvics enzimhez kötött immunválasz eljárás volt. A színreakció erısségét spektrofotometriával mértük 405 nm hullámhosszon Labsystems Multiskan EC ELISA fotométerrel. Negatívnak azokat a mintákat tekintettük, amelyek extinkciós értékei nem haladták meg a negatív kontrollnál mért extinkciós érték háromszorosát. A szılı levélminták esetében a mintafeltáró puffer, más növényi részek esetében használatostól eltérıen TRIS (Tris-hydroxymethyl-aminomethane) és PEG (poietilén-glikol) tartalmú. A puffer ph értéke 8,2 volt. A vizsgálatokhoz LOEWE, Bioreba és Agritest cég reagenseit használtuk, az általuk kiadott ajánlások alapján. A szılı vírusos leromlását okozó Nepovirusok közül a Szılı fertızı leromlás vírus (Grapevine fanleaf virus, GFLV), az Arabis mozaik vírus (Arabis mosaic virus, ArMV), Paradicsom fekete győrős vírus (Tomato black ring virus, TBRV) és a szılı króm mozaik vírus (Grapevine chrome mosaic virus, GCMV) jelenlétét teszteltük. A vizsgálatok során még a szılı látens foltosságát okozó Szılı foltosodás vírus (Grapevine fleck virus, GFkV), a szılı vonalas és győrős mintázottságát okozó Lucerna mozaik vírus (Alfalafa mosaic virus, AMV, valamint a levélsodródás tünetet okozó Szılı levélsodródás 1, 2, 3,,6, 7, (Grapevine leafrollassociated virus 1, 2, 3, GLRaV-1, -2, -3,) valamint a Kober faszöveti barázdáltságát okozó Szılı A vírus (Grapevine virus A, GVA) jelenlétét ellenıriztük. A szerológiai vizsgálat során pozitív eredményt adó minták esetében visszakerestük a tıkéket késı ısszel, a vesszık beérése után, amelyekrıl a minta származott. Tıkénként 3 vesszıt győjtöttünk be és következı év tavaszán meggyökereztettük ıket. Jelenleg üvegházi körülmények között a Pannon Egyetem Georgikon Kar Növényvédelmi Intézetének Virológiai Üvegházában tartjuk Molekuláris módszerek A molekuláris virológiai vizsgálatokhoz olyan hazai izolátumokat választottunk, amelyek korábban a tesztnövény kísérletek és a DAS-ELISA vizsgálat során GLRaV -1 és -3 vírusnak bizonyultak. Célunk az volt, hogy a Magyarországon eltérı helyrıl begyőjtött vírus izolátumokat molekuláris módszerekkel is azonosítsuk, illetve az izolátumok 70 kda hısokk 4

5 fehérje homológ (70 kda heat shock homologue protein, HSP70h) adott primerekkel történı reverz transzkripciós polimeráz láncreakción alapuló vizsgálata során a felszaporított PCR termék nukleotid sorrendjét meghatározzuk és más országokban már leírt izolátumok szekvenciáival összehasonlítsuk. A molekuláris virológiai vizsgálatokat a Budapesti Corvinus Egyetem Kertészettudományi Kar Növénykórtani Tanszékén végeztük Dr. Palkovics László tanszékvezetı egyetemi tanár laboratóriumában az ı szakmai felügyelete mellett. Polimeráz láncreakció (PCR) Az össznukleinsav kivonást és tisztítást a SPEKTRUM Plant total RNA Kit-tel végeztük. Vörösödés és sodródás tüneteket mutató szılılevél lemezébıl származó levélkorongot használva, majd az RNS-rıl a DNS másolatot reverz transzkripcióval készítettünk. Ily módon a vírus RNS-sel komplementer DNS másolatot (copy DNS, cdns) hoztunk létre. A molekuláris biológiai vizsgálatokhoz olyan általános (univerzális) primerpárt terveztünk, amely felismeri a GLRaV-1 és -3 HSP70 fehérjéjét. A GLRaV bp nagyságú, a HSP70 gén középsı részének nukleotid közti fragmentumát kívántuk felszaporítani az AF számú génbanki, mintegy 1632 nukleotidból álló, teljes HSP70 szekvenciát alapul véve 5 - CAG GGC TCG TTT GTA CTG G- 3 és 5 - TCG GAC AGC GTT TAA GTT CC- 3 indítószekvenciák segítségével. A GLRaV-3 esetében az 546 bp nagyságú fragmentumát kódoló LC1F-5 - CGC TAG GGC TGT GGA AGT ATT- 3 és LC2R-5 - GTT GTC CCG GGT ACC AGA TAT- 3 primerjeit használtuk a GLRaV-3 NY1 izolátum (AF037268) szekvencia adataira támaszkodva. A PCR ciklus elsı lépéseként a DNS-t elıdenaturáltuk 94 C-on 1 percig, ezt követte a 40 cikluson át tartó denaturáció 94 C-on 1 perc 15 másodpercig, majd a primerek kapcsolódása a templáthoz (anellálás) 52 C-on (mindkét vírus primerének esetében) 30 másodpercig, majd a lánchosszabbítás 72 C-on 1 percig. A végsı láncépítés 72 C -on 10 percig tartott. A kapott PCR termékeket agaróz gélben (1,5 %), gélelektroforézissel ellenıriztük 90 ma áremerısségnél. A GLRaV-1 esetében 540, a GLRaV-3 esetében pedig 546 bázispár nagyságú PCR termék volt várható. A PCR termék felszaporításához a terméket a gélbıl steril szikékkel kivágtuk és Roche High Pure Purification Kit segítségével, a gyártó utasításainak megfelelıen kitisztítottuk, és 30 µl oldószerben oldottuk vissza. 5

6 A tisztítás után a felszaporítani kívánt szekvenciákat közvetlenül ampicillin rezisztencia gént tartalmazó pgem-t Easy Vektorba kapcsoltuk. A ligálás után a genetikailag megváltoztatott (rekombináns) plazmidot E. coli DH5α plazmidmentes kompetens sejtekbe juttattuk A baktérium sejtbıl a rekombináns plazmid DNS tisztítását alkalikus lízisen alapuló minipreparálással végeztük. A ligálás sikerességének ellenırzéséhez a plazmidot izoláltuk. A felszaporított szakasz ellenırzését a Fast Digest EcoRI restrikciós enzim alkalmazásával végeztük. A szekvencia meghatározáshoz a plazmidot BIO-RAD Quantum Prep Plasmid Miniprep Kittel a gyártó utasításainak megfelelıen izoláltuk. A nukleotid sorrend meghatározását a BAY-GEN Növénygenomikai, Humán Biotechnológiai és Bionergiai Intézet végezte Szegeden. A nukleotid és aminosav szekvenciák hasonlóság-vizsgálatához, a szekvenciák illesztéséhez a filogenetikai vizsgálatokhoz és az UPGMA eljárással készített filogenetikai törzsfa elkészítéséhez a CLC Sequence viewer (CLC bio, Dánia) szoftvercsomagot használtuk. A filogenetikai törzsfák megbízhatóságának becslésére a nukleotid szekvenciapozíciók véletlenszerő ismétléses mintavételét és az ezt követı törzsfaszerkesztést 1000-es ismétlésben alkalmazó bootstrap-analízist végeztünk. Közönséges farkasalma (Aristolchia clematitis L.) levélminta vizsgálata 2009 ıszén a pécsi mintagyőjtés alkalmával a szılıültetvény gyomflórájában mozaikos és nekrotikus győrősfoltosságot mutató közönséges farkasalma (Aristolochia clematitis) növényeket észleltünk. A szılımintákkal együtt begyőjtésre kerültek a további elektronmikroszkópos és molekuláris vizsgálatok elvégzése céljából. Az elektronmikrószkópos vizsgálathoz alkalmazott módszer a transzmissziós elektromikroszkópia (TEM) volt, melyet az Eötvös Lóránd Tudományegyetem Természettudományi Karának Növényszervezettani Tanszékén dr. Bóka Károly végzett el. A tüneteket mutató levél 1-2 mm nagyságú szövetdarabjait felhasználva, fixáláskor 2,5 %-os glutáraldehidet tartalmazó oldatban (0,1 M foszfát puffer, ph 7,2) állt 3 órás idıtartamig. Az ezt követı mosás mosópuffer felhasználásával, az utófixálás, 1%-os OsO 4 segítségével, a dehidratálás etanol (25, 50, 70, 90, 96, abszolút alkohol) sorozat segítségével, majd azt követı propilén oxidos kezeléssel zajlott. A beágyazás DURCUPAN ACM mőgyantába (polimerizáció 60 o C termosztátban 72 óra) történt. Az ultravékony (70 nm) 6

7 metszetek Reichert Jung Ultracut-E ultramikrotómmal készültek, gyémánt késsel. A metszetek réz-palládium gridre kerültek. A kontrasztozás 1% metanolos uranil acetát oldattal 4 percig, ólom citrát oldattal 6 percig történt. A metszetek vizsgálatára Hitachi 7100 TEM készülékkel 90 kv gyorsítófeszültség mellett került sor. A molekuláris vizsgálathoz TSWV-S CCCTCGAGGCTTTCAAGCAAGTTCTGC G-3 és TSWV-S GCTCTAGAGCCATCATGTCTAAGGTTAAGCTCAC-3 primereket alkalmaztuk. 3. Új tudományos eredmények A Magyarországon eddig már leírt kórokozók új, a vírus rendszertani besorolásának figyelembevételével kialakított csoportokba kerültek át. A szılı korai vírusos leromlását a nepovírusok okozzák, nevezetesen a szılı fertızı leromlás vírus (Grapevine fanleaf virus, GFLV), az arabis mozaik vírus (Arabis mosaic virus, ArMV), a szılı króm mozaik vírus (Grapevine chrome mosaic virus, GCMV), a paradicsom fekete győrős vírus (Tomato black ring virus, TBRV) és a szılı bulgáriai látens vírus (Grapevine Bulgarian latent virus, GBLV). Külön tüneti csoportot képvisel a látens foltosság, kórokozója a szılı foltosodás vírus (Grapevine fleck virus, GFkV). A harmadik tünettani csoportot a levélsodródás kórokozói képviselik: a szılı levélsodródás vírus csoport (Grapevine leafroll-associated virus 1-9, GLRaV 1-9) egymáshoz közelálló tagjai. A negyedik csoport a szılı vonalas és győrős mintázottsága (Grapevine yellow mottle), amit a lucerna mozaik vírus (Alfalfa mosaic virus, AMV) fertızés idéz elı. Az ötödik csoport a szılı vonalas mintázottsága, a Grapevine line pattern virus (GLPV) okozta tünet. A faszöveti barázdáltság komplex tüneteit a szılı A vírusa (Grapevine virus A, GVA), a szılı B vírusa (Grapevine virus B, GVB) és a rupestris faszöveti barázdáltság vírus (Grapevine rupestris stem pitting-associated virus, GRSPaV) fertızése idézi elı. A hetedik csoportba azok a betegségek szerepelnek, amely esetekben a kórokozó vírus természetét még egyértelmően nem bizonyították. Ezek a szılı enáció, a szılı érmenti mozaik és a szılı érnekrózis. Szerológiai felmérések során a 277 mintából mindössze 76 minta adott a vizsgált vírusokra pozitív eredményt. Mintegy 26 esetben GFkV fertızést mutattunk ki. GLRaV-1 és GLRaV-3, jelenlétét azonos arányban minta esetében találtuk meg önálló vagy komplex fertızést elıidézve. A GLRaV-2 megjelenését egy esetben igazoltuk. A GFLV elıfordulását 5, az ArMV megjelenését 7, a TBRV fertızést 5, a GCMV jelenlétét pedig 8 esetben sikerült szerológiailag kimutatni. AMV fertızést 6 esetben találtunk. Így a vírusos leromlást okozó nepovírusok (GFLV, ArMV, TBRV, GCMV) kisebb számban fordultak elı, mint a szılı 7

8 levélsodródását okozó GLRav-1,-2,-3 vírusok. A GVA jelenlétét egyetlen esetben sem sikerült igazolni. Tizennégy minta esetében két-két vírus együttes jelenléte igazolódott. Négy mintában a GLRaV-1 és -3 fertızését, míg 2-2 esetben GCMV-t találtunk együttesen GLRaV-1-gyel és GLRaV-3-mal. Ezen kívül 1-1 mintában GCMV-ArMV, GFkV-ArMV, TBRV-GFkV, ArMV-AMV, ArMV- TBRV és TBRV-AMV komplex fertızést lehetett azonosítani. Molekuláris virológiai módszerekkel jellemeztünk egy GLRaV-1 és négy GLRaV-3 hazai izolátumot. Az így nyert szekvenciák génbanki adatok alapján elsıként kerültek összevetésre külföldi izolátumokkal. A es (Badacsonytomaj) GLRaV-1 izolátum a dendrogram (1. ábra) szerint az E jelzéső csoportba sorolható. Jelmagyarázat: génbanki azonosítóval rendelkezı izolátumok: AY sv12-5 (Csehország), AY sv12-3 (Csehország), AY sv26-1 (Csehország), AY sv26-3 (Csehország), AY sv17-1 (Csehország), AY Tl33-6 (Szlovákia), AY Tl33-1 (Szlovákia), FJ IR-S7 (Irán), AF (USA), AY sv20-1 (Csehország), AY Czech heat shock protein gene (Csehország), AY Tl29-1 (Csehország), AY sv15-1 (Csehország), AY sv11-1 (Csehország), AF (Ausztrália), magyarországi izolátum: (Badacsonytomaj) 1. ábra. A GLRaV-1 HSP70-es génszakaszának összehasonlító elemzésébıl elkészített filogenetikai törzsfa A korábban GLRaV3 esetében (2. ábra) öt csoportra elkülöníthetı Génbankban szereplı izolátumai közé a magyarországi izolátumok is beleilleszthetık. A 3.5 8

9 (Badacsonytomaj), a 2.2 (Kıszeg) és a 4.2-es (Cserszegtomaj) izolátumok a 2. számú csoportba, az 1.4-es (Kıszeg) izolátum a 4. számú csoportba tartozik. Jelmagyarázat: génbanki azonosítóval rendelkezı izolátumok: ef NZ-1 (Új- Zéland), aj IL1 (Izrael), aj mt-48-4 (Olaszország), aj AUSG5-5 (Ausztria), aj C3 (Kína), dq C3-1 (Kína), dq WA N1-1 (USA), gq (Dél- Afrika), aj AUSG5-4 (Ausztria), aj Sy2-7 (Szíria), eu Cl-766 (Chile), af NY1 (USA), aj Tu32 (Tunézia), dq C5-1 (Kína), aj AUSG5-8 (Ausztria), gq (Dél- Afrika), eu GP-18 (Dél- Afrika), aj Sy2-4 (Szíria), aj AUSG5-2 (Ausztria), aj MT-48-2 (Olaszország), gq PL-20 (Dél-Afrika), magyarországi izolátumok: 3.5 (Badacsonytomaj), 2.2 (Kıszeg), 4.2 (Cserszegtomaj), 1.4 (Kıszeg) 2. ábra. A GLRaV-3 HSP70-es génszakaszának összehasonlító elemzésébıl elkészített filogenetikai törzsfa A hazai GLRaV izolátumok szekvencia adatai HE HE nyilvántartási számokkal elsıként kerültek be Nemzetközi Génbank adatbázisába a magyarországi szılı levélsodródás vírusizolátumok közül. 9

10 A szılı ültetvény gyomflórájában közönséges farkasalma (Aristolochia clematitis) levélminták esetében az elvégzett elektronmikroszkópos és molekuláris vizsgálatok eredményeképpen a paradicsom bronzfoltosság vírust (Tomato spotted wilt virus, TSWV) azonosítottunk, ami ennek a kórokozónak Magyarországon új gazdanövénye, és járványtani szerepe is feltételezhetı. 4. Tézisek: 1. A Magyarországon eddig leírt szılıpatogén vírusok új rendszertani csoportosításra kerültek. 2. Szerológiai felmérést végeztünk Magyarország termı szılıültetvényeiben 31 mintavételi helyen, mely során a 277 mintát győjtöttünk. A hazai szılıvírusok gyakoriságát vizsgáltuk és a kapott eredményeket vírusfajonként és borvidékenként összesítettük és táblázatba foglaltuk. 3. A győjtött minták közül molekuláris virológiai módszerekkel jellemeztünk egy GLRaV-1 és négy GLRaV-3 hazai izolátumot, melyek szekvencia adatai HE HE nyilvántartási számokkal elsıként kerültek be Nemzetközi Génbank adatbázisába a magyarországi szılı levélsodródás vírusizolátumok közül. 4. A szılı ültetvény gyomflórájában közönséges farkasalma (Aristolochia clematitis) levélminták esetében a paradicsom bronzfoltosság vírust (Tomato spotted wilt virus, TSWV) azonosítottunk. 5. A doktori disszertációhoz kapcsolódó publikációk és elıadások Magyar nyelvő szakcikk: Cseh E., Lázár J., Takács A., Kazinczi G. és Gáborjányi R. (2008): A szılı Magyarországon elıforduló és várhatóan megjelenı vírusos betegségeinek és kórokozóinak áttekintése. Növényvédelem 44: Cseh E., Daragó Á., Takács A. P. és Gáborjányi R. (2011): Szılıvírusok gyakoriságának felmérése magyarországi szılıültetvényekben. Kertgazdaság 43 (1):

11 Cseh E., Daragó Á., Takács A. P., Csöndes I., Gáborjányi R., Kocsis L., Kazinczi G. és Horváth J. (2011): Magyarországi borvidékek vírusfertızöttségének vizsgálata. Növényvédelem 47: Cseh E., Palkovics L., Apró M., Gáborjányi R. és Takács A. P. (2012): Hazai szılı levélsodródás virus 3 izolátumok (Grapevine leafroll-associated virus 3, GLRaV-3) molekuláris jellemzése. Növényvédelem. 48: Magyar nyelvő elıadások: Cseh E., Takács A., Lázár J., Kazinczi G. és Gáborjányi R. (2008): Áttekintés a szılıpatogén vírusok hazai elıfordulásáról. XVIII. Keszthelyi Növényvédelmi Fórum, Keszthely (Abstr.) Cseh E., Takács A., Kazinczi G. és Gáborjányi R. (2009): Szılıvírusok elıfordulása néhány dunántúli ültetvényben. 55. Növényvédelmi Tudományos Napok, Budapest. 73. (Abstr.) Cseh E., Daragó Á., Takács A. P. és Gáborjányi R. (2010): Szılıvírusok elıfordulásának felmérése a magyarországi szılıültetvényekben. 56. Növényvédelmi Tudományos Napok, Keszthely. 74. (Abstr.) Juhász K. Cseh E., Daragó Á., Kocsis L., Gáborjányi R. és Takács A. P. (2011): Virológiai vizsgálatok Zala megyei szılıültetvényekben. XXI. Keszthelyi Növényvédelmi Fórum, Keszthely. 81. (Abstr.) Cseh E., Apró M., Bese G., Krizbai L., Bóka K., Gáborjányi R. és Takács A. P. (2012): A Paradicsom bronzfoltosság vírus (Tomato spotted wilt virus, TSWV) magyarországi kimutatása farkasalma (Aristolochia clematitis) növényben. XXII. Keszthelyi Növényvédelmi Fórum Keszthely (Abstr.) Cseh E., Palkovics L., Apró M., Takács A. P. és Gáborjányi R. (2012): Magyarországról származó szılı levélsodródás vírus 3 izolátumok (Grapevine leafroll- associated virus 3, GLRaV-3) molekuláris vizsgálata. 58. Növényvédelmi Tudományos Napok, Budapest. 37. (Abstr.) Idegen nyelvő szakcikk: Cseh, E., Takács, A. P., Kocsis, L. and Gáborjányi, R. (2012): General properties of grapevine viruses occurring in Hungary. J. Central Eur. Agricult. 13 (1):

12 Cseh, E., Apró, M, Bese, G., Krizbai L., Bóka K., Gáborjányi, R. and Takács, A. P. (2012): Tomato spotted wilt virus (TSWV) in Birthwort (Aristolochia clematitis L.) in Hungary. Acta Phytopathol. Entomol. Hung. 48: (in press) Idegen nyelvő elıadás: Cseh, E., Lázár, J., Takács, A., Kazinczi, G. and Gáborjányi, R. (2008): Survey of soil-borne virus diseases of grapevine in Hungary. Proceedings of the VII. Alps-Adria Scientific Workshop, Cer. Res. Com. Suppl. 36: (Abstr.) Cseh, E., Daragó, Á., Szerecz, A., Takács A. and Gáborjányi, R. (2009): Apprise the significance of grapevine viruses in West Hungary. Proceedings of the VIII. Alps-Adria Scientific Workshop, Cer. Res. Com. Suppl (Abstr.) Cseh, E., Daragó, Á., Takács, A., Szerecz, A. Gáborjányi, R. and Horváth J. (2010): Emerging grapevine virus diseases in Hungary: accessing future threats. 28. International Horticultural Congress, Lisbon 269. (Abstr.) Cseh, E., Palkovics, L., Apró, M., Gáborjányi, R. and Takács, A. P. (2012): Occurrence and evolutionary relationship of Grapevine leafroll associated virus 3 isolates in Hungary.Proceedings of Patholux 2012 Conference on Impact of Plant Pathogens on the Quality of Crops and Wine (Abstr.) Más témában megjelent publikációk, elıadások: Cseh E., Kadlicskó S. és Kovács O. (2007): Növényvédelmi tapasztalatok egy nagyradai szılıültetvényben 2006-ban. Növényvédelem 43: Hatala Á., Cseh E., Daragó Á. és Takács A. (2009): A dohányt károsító vírusbetegségek. XIX. Keszthelyi Növényvédelmi Fórum, Keszthely (Abstr.) Daragó Á., Nagy P., Cseh E., Gáborjányi R., Nádasy M. és Takács A. (2010): Vírusvektor fonálférgek kimutatásának módszertani különbségei. XX. Keszthelyi Növényvédelmi Fórum, Keszthely (Abstr.) 12

13 Daragó, Á., Nagy, P., Cseh, E., Gáborjányi, R., Takács, A., Nádasy, M. and Répási, V. (2010): Studies on grapevine-virus-nematode associations in Hungary. 28. International Horticultural Congress, Lisbon (Abstr.) Apró M., Cseh E., Daragó Á., Papp M., Gáborjányi R., Horváth J. és Takács A. P. (2011): Búzaminták vírusfertızöttsége Dél- Magyarországon 2010-ben. XXI. Keszthelyi Növényvédelmi Fórum, Keszthely. 13. (Abstr.) Harun, M. M., Cseh, E., Horváth, J., Gáborjányi, R., Fári M. and Takács A. (2011): Symptomatology and characterization of viruses in Heirloom tomato varieties as a potential source of resistance. XXI. Keszthelyi Növényvédelmi Fórum, Keszthely 165. (Abstr.) Daragó Á., Nagy P., Cseh E., Gáborjányi R., Takács A. P. és Répási V. (2011): Vírusvektor fonálférgek elıfordulása Magyarország szılıültetvényeiben. Növényvédelmi Tudományos Napok, Budapest. 9. (Abstr.) Harun, M. M., Cseh, E., Apró, M., Horváth, J., Gáborjányi, R., Fári, M. and Takács, A. (2011): Characterization of virus susceptibility of heirloom tomato varieties. IWGLVV Conference, Antequera (Abstr.) Daragó Á., Cseh E., Nagy P., Takács A. P., Répási V. és Gáborjányi R. (2011): A tőfonálférgek (Xiphinema spp.) elıfordulása egyes hazai szılıültetvényekben. Növényvédelem 47: Kazinczi G., Horváth J., Takács A., Gáborjányi R. és Cseh E. (2011): Vírusok alternatív gazdája: Ürömlevelő parlagfő (Ambrosia artemisiifolia L.). Növényvédelem 47: Cseh E. (2012): Magyarországon elıforduló macskagyökér fajok jellemzése, valamint termesztésük és felhasználásuk lehetıségei. Növénytermelés 61 (3):