Parasit, hung. 16. 1983. Az indirekt immunfluorescens assay (IFA) alkalmazása a toxoplasmosis diagnosztikájában Dr. BÁNKI György Dr. SZTOJKOVné Dr. MISLÓCZKY Margit Budapest Fővárosi KÖJÁL, Parazitológiai Laboratórium, Budapest "The diagnostic value of indirect immunofluorescent assay (IFA) in toxoplasmosis" - Bánki, Gy. - Sztojkovné Mislóczky, M. - Parasit, hung., 16: 23-30. 1983. ABSTRACT. Three different tests for toxoplasma antibodies, anti - IgGAM immunofluorescence (IFA - IgGAM), anti - IgM immunofluorescence (IFA - IgM) and complement fixation (KKR) tests were comparatively studied in serum samples from 315 persons presenting neurological, ophthalmological and other symptoms suspected or characteristic to toxoplasmosis. A micromethod on teflon-coated, multi-spot slides adapted for the immunofluorescent assay is described. The first screening was performed in every case by KKR and IFA - IgGAM. Percentages of positive results were 31.7% for the KKR test (titres 5s 1:10) and 48.9% for the IgGAM test (titres1:20). Re-examination of 62 patients by IFA-IgM, where the symptoms seemed to be characteristic for toxoplasmosis confirmed the presence of IgM antibodies in 36 cases ( titres ^ 1:20). In 14 cases where the consecutive IFA-IgGAM and KKR reactions resulted significant rise in titres, the IgM antibody level was found to be higher than 1:100, up to 1: 4 000. A n I g G A M level of 1:2 000 or greater, and an I g M level of 1:100 o r greater t o gether with clinical signs might indicate recent active infection. The complement fixing antibodies varied from 1:10 to 1: 5 120 in the course of active disease. KEY WORDS: toxoplasmosis, serodiagnosis, micromethod, IFA-IgGAM, IFA- IgM, CFT (KKR). A jelzett antiglobulin módszerek közül az IFA különösen előnyös alkalmazási területe a partikuláris antigénekkel végzett szerodiagnosztika. A parazita egysejtűek - igy a Toxoplasma gondii trophozoit alakjai is - egyszerűen felhasználhatóak antigénként a reakcióban. Az eljárást számos külföldi szerző (1, 2, 6, 7, 9, 12, 13, 16, 17, 18) alkalmazta, a hazai humán parazitológiai diagnosztikában azonban eddig nem került bevezetésre. PEJTSIK és PÁCSA (14) végeztek ugyan összehasonlító vizsgálatsorozatot terhes és nem terhes nőkön magzati károsodást okozó ágensek - köztük toxoplasma - elleni antitestek kimutatására IFA teszttel, a vizsgálat azonban a módszer diagnosztikus értékére nem terjedt ki. Toxoplasmosis esetében, a populáció nagyfokú átvészelődése miatt ugyanis, érzékeny módszerekkel, a vizsgált egyének jelentős hányadában antitesteket lehet kimutatni. Említett szerzők is a vizsgált nőpopuláció 53%-át találták pozitívnak. Hazánkban az első toxoplasmosis szeroepidemiológiai vizsgálatot ZOLTAI N. és CSABA K. (20) végezte. SABIN-FELDMANN reakció és FRENKEL cutan próba felhasználásával 19,5%-os
pozitivitást észleltek egy mezőváros lakosai között. JANKÓ és mtsai (11), átfogó epidemiológiai tanulmányukban az átvészeltséget - számos más országéhoz hasonlóan - az életkor függvényében növekvőnek jelzik. FRENKEL próba és komplementkötési reakció (KKR) alkalmazásával végzett vizsgálataik szerint a 60 éves életkor eléréséig a lakosság 52, 9%-a esik át a fertőzésen. Az említett adatok tükrében érthető, hogy a - patológiai szempontból elsősorban jelentős akut-, illetve szubakut- toxoplasmosis felismerésében használt módszerek diagnosztikus értéke nem egyszerűen az ellenanyagok detektálhatóságának függvénye. ezek A módszerek értékét és felhasználási területüket az szabja meg, hogy mennyiben lehet kel az "aktív", ill. "latens" toxoplasmosist felismerni és elkülöníteni. Munkánk során az IFA technikát éppen emiatt a KKR-val hasonlítottuk össze, mely utóbbi a betegség akut és szubakut szakát jelző alapmódszer (2, 13, 15, 18). ANYAGOK ÉS MÓDSZEREK Vizsgált savók A vérsavók zömmel neurológiai, szemészeti, belgyógyászati, valamint endokrinológiai osztályok beteganyagából származtak, melyeket részint toxoplasmosis gyanúja, részint differenciáldiagnosztikai okok miatt küldtek laboratóriumunkba. A vérsavókat leválasztásuk után, felhasználásig -20 C-on tároltuk. Toxoplasma törzs Az antigén készítéséhez spf. kategóriájú, CFLP egérben, 3 naponkénti i.p. oltással virulens RH törzs került felhasználásra. passzált, Solubilis antigén a KKR-hez A fertőzött egerek peritonealis exsudatumából JIROVECZ, ZOLTAI N. által módosított módszere alapján készítettük (19). A KKR kivitele csőreakcióban, KOLMER szerint hidegkötéssel történt, 1:10 kiinduló higítással. Lemezantigén készítése az IFA-hoz a) A multispot lemezek elkészítése Zsírtalanított tárgylemezekre, a reakcióhelyeknek megfelelő számú, kis glicerincseppeket viszünk fel. Egy lemezen 8-10 reakcióhelyet képezünk ki két sorban, így egy lemezre két savó hígítási sorát vihetjük fel. A lemezeket ezután teflon sprayvel lefújjuk (Sprüh mit Teflon- DuPont), s a teflon bevonat megkötése után a glicerint folyóvizes, majd deszt. vizes öblítéssel eltávolítjuk. A teflon mentes, kör alakú reakcióhelyek lehetővé teszik az eljárás anyagtakarékos, mikromódszerként történő kivitelét, meggátolják a reakcióelegyek keveredését, s a mikroszkópos értékeléskor jól azonosíthatóak. A teflon bevonaton hegyes eszközzel (pl. bontótű) a lemezek s a reakcióhelyek jelzése, számozása is könnyűszerrel megoldható, b) A toxoplasma suspensio elkészítése A toxoplasmával oltott egerek hasüregét (3.nap p.i.) steril fiziológiás sóoldattal kimossuk. Antigénként csak a vvt-t és baktériumokat nem tartalmazó, fehérvérsejtekben szegény, de trophozoitokat dúsan tartalmazó exsudatumot használjuk fel. A mosadékot 60-90 percig szobahőn állni hagyjuk, majd 1-2 percig max. 5ÓÖ rpm-el centrifugáljuk, a sejthalmazok és egyéb összecsapódott rögök eltávolítása végett. A felülúszóban maradt trophozoitokat kétszer mossuk ph 7,4 PBS-ben, 10-10 percig 1 500 rpm-el centrifugálva. Végül a mosott üledéket ugyanígy PBS-ben suspendáljuk, olyan mértékig hígítva, hogy l - l csepp mintegy 500 tropho- zoitot tartalmazzon. c) A lemezantigén elkészítése és tárolása A multispot lemezek reakcióhelyeire l-l csepp toxoplasma suspensiót viszünk fel, ezeket
szobahőn hagyjuk beszáradni. A száradást hűvös levegő ráfúvatásával siettethetjük. Az így elkészitett lemezantigéneket tárgylemezfestő üvegdobozokban vagy selyempapírba csomagoltan több hónapig (4-6 hónapig) tárolhatjuk -20 C-on, az antigenitás károsodása nélkül. Az IFA reagensei a) FITC - antihuman IgGAM FITC - antihuman IgM(H) konjugátumok (Human Oltóanyagtermelő Int.). A konjugátumok munkahígítását előkísérletben, block titrálással kell megállapítani, ismert negatív, alacsony, ill. magas titerű savók felhasználásával. A szükséges hígítás fokát eléggé változónak találtuk (1:15-100), ezért a titrálást minden charge-on el kell végezni. A titrálás során charge-onként meg kell győződni arról is, hogy a konjugátum nem tartalmaz-e toxoplasma antitesteket. Ezt direkt módszerrel vizsgáljuk, azaz a lemezantigén l - l reakcióhelyére csak a vizsgálandó konjugátumot visszük fel, savót nem. b) Foszfát pufferolt fiziológiás sóoldat (PBS) ph 7, 4 (0,1 5 M). c) Foszfát pufferolt glicerol ph 7, 4:glicerol és PBS 10: 1 arányú elegye. d) Evans kék kontrasztfesték 1%-os Evans blue törzsoldatot készítünk PBS-ben, s ezt 0,1% nátrium aziddal konzerváljuk. Kontrasztfestés alkalmazásakor a konjugátumot 0,2%-os Evans kék oldatban hígítjuk. Az IFA kivitele Az eljárást a különböző szerzők által leírt módszerváltozatok (1, 7, 8, 12) alapján adaptáltuk, kisebb módosításokkal. 1) A savóhígításokat a TAKÁTSY mikrotitrátor U lemezein készítettük elő. A kezdeti kisebb léptékú hígítási sorokat a későbbiekben lox léptékűre módosítottuk, az 1. lépcső kivételével, így a vizsgálatsorozatban az első tájékozódást 1:5, 20, 200, 2 000 hígítási sorral végeztük. A végtiter megállapítására - szükség esetén - újabb vizsgálatot végeztünk. 2) A lemezantigént frissen készíthetjük és szárítjuk. Ha mélyhűtőben tárolt anyagot használunk, azt is szárítani kell exsiccatorban vagy levegő ráfúvatással. 3) A lemezantigént fixáljuk: 10 percig, metilalkohollal. 4) Mosás: 5 percig, PBS-ben. Az ismétlődő mosást célszerűen tárgylemezfestő üvegdobozban, a mosófolyadék többszöri mozgatásával, esetenként cseréjével, még hatékonyabban mágneses keverővel végezhetjük. 5) A v i z s g á l a n d ó savó m e g f e l e l ő hígításaiból l - l cseppet v i s z ü n k fel a l e m e z a n t i g é n r e a k c i ó helyeire. Nedveskamrában inkubálás 37 C-on 30 percig. Ettől a lépéstől kezdődően vigyázzunk, hogy a reakcióhelyek ne száradjanak ki! 6) Öblítés PBS-el. Mosás 40 percig, legalább háromszor váltott PBS-ben. 7) A nedves, de felesleges folyadéktól megszabadított reakcióhelyekre l - l csepp konjugátumot viszünk fel, a megfelelő munkahígításban, kontrasztfestés esetén Evans Blue oldatban hígítva. Nedveskamrában inkubálás 30 percig, szobahőn. 8) Öblítés, majd mosás legalább 60 percig,4-5 ízben váltott PBS-ben.
9) A felesleges folyadék óvatos leitatása után, l - l csepp pufferolt glicerol, majd fedés fedőlemezzel. Kontrollok Minden vizsgálati sorozat mellé ismert gyengén vagy közepes erősséggel pozitív, ill. negatív savó azonos hígításait is be kell állítani. A konjugátum kontrollt - mint már említettük - vizsgálatsorozatonként, de legalább chargeonként kell elvégezni. A konjugátum kontroll pozitivitása esetén a főkfsérlet nem értékelhető. Ebben az esetben vagy másik charge-ot kell alkalmazni, vagy a konjugátumot toxoplasma suspensióval kimeríteni. Az IFA leolvasása A reakció eredményének leolvasása történhet azonnal, de fénytől védett csomagolásban, 4 Con, hetek múlva is kiváltható a fluorescencia. Az indukáló TJV vagy kék fény alkalmazása során és után azonban a fluorescencia gyengülésével, nagy fényerő esetén átmeneti kioltásával kell számolni. A leolvasást tehát a vizsgálandó, ill. kontrollsavók reakcióhelyeinek viszonylag gyors áttekintésével kell végezni. Az értékelést Fluoval mikroszkóppal, 40x objektiv és 6, 3x okulár beállításával, ráeső fényben végeztük. A f é n y f o r r á s H B O 2 02 h i g a n y g ő z l á m p a, s indukáló fényként r ö v i d h u l l á m h o s z- szú kék fényt alkalmaztunk B 224 g (3mm) induktor szűrővel, s G 247 zárószűrővel. A KKR és az IFA - IgGAM összehasonlító vizsgálata KKR IFA - IgGAM Neg. 1: 20 1: 200 ^ 1: 2 000 Összesen Negativ 161 14 39 1 215 1 10 - - 19 4 23 1 20 _ 2 11 14 27 1 40-2 19 21 1 80 _ - 4 11 15 1 160 - - - 3 3 1 320 - - - 3 3 1 640 - - - 3 3 1 280 - - - 5 5 Összesen: 161 16 75 63 315 A ráeső megvilágítás szükségtelenné teszi a sötétlátóteres rendszer - kardioid kondenzor, speciális vékony tárgylemezek stb. - beállítását. A kék fény alkalmazása pedig UV fény helyett, kevésbé igényes optikák használatát is lehetővé teszi, valamint Evans Blue festés esetén egyébként is előnyösebb kontrasztot ad. Ebben a rendszerben induktorként a 495 nm interferencia szűrőpár is jól használható. A reakció leolvasásakor pozitívan értékelendő a kép, ha a teljes trophozoit vagy annak marginális zónája fényes almazöld fluorescenciát mutat. Negatív az eredmény, ha az almazöld fluorescenciát csak a trophozoit elülső pólusa mutatja ("cap formation", "polar staining" - 1. megbeszélés) vagy nem világít, illetve vörös fluorescenciát látunk (kontrasztfestés esetén).
EREDMÉNYEK 315 egyén vérsavóján végeztünk párhuzamosan antihuman IgGAM konjugátummal IF A-t, illet ve KKR-t. Az eredményeket az 1. táblázat szemlélteti. A savók 1:5 hígításaival egyik reakcióban sem tudtunk konzekvens, értékelhető eredményt nyerni, így ezt a táblázatban nem tüntettük fel. A mindkét reakcióban negatív 161 savóminta mellett KKR-val 100 (31,7%), IFA-val 154 savóban (48,9%) lehetett ellenanyagot kimutatni. Az észlelt legmagasabb titerérték KKR-ben 1: 5 120, az IFA-ban 1: 16 000 volt. A magas titerértékkel pozitív esetek hányada a KKR-ben ^ 1:80-as küszöb esetén: 9,2% (29 eset), ^ 1: 160-as küszöb esetén: 4,4% (14 eset), mig IFA-ban =^1:2 000 küszöbértékkel számolva: 20, 0% (63 eset). A három immunglobulin osztályra: IgG-re, IgA-ra, ill. IgM-re kiterjedő első, tájékozódó vizsgálat után 62 esetben végeztük el az IFA - IgM reakciót, az IgM antitestek detektálása végett. Ezekben az esetekben a klinikai kép megfelelhetett a toxoplasmosis akut vagy subakut stádiumának. Az előzetesen tehát IFA -IgGAM-el már pozitívnak talált savókon végzett vizsgálatok eredményeit összegezi a 2. táblázat. Az IgM globulint 36 esetben, a vizsgált minták több mint felében ki lehetett mutatni, sőt 4 esetben - legalábbis a két reakció titerértékének azonossága alapján - ez képviselte a reakcióban résztvevő teljes antitest készletet. Ez utóbbi esetek egyikében, a magas IgM szint mellett a KKR negativitása, valamint a klinikai vizsgálatok során észlelt, immunopathiára utaló jelek miatt, nem zárható ki az eredmény nem specifikus volta. 2 táblázat Az IgM titer vizsgálata IFA - IgGAM pozitív esetekben IFA - IgM IFA - IgGAM 1: 20 1: 200 àsl: 2 ooo Összesen Negatív 6 18 2 26 1: 20 1 6 2 9 1: 100-3 11 14 1: 500 - - 6 6 ^ 1:2 000 - - 7 7 Összesen: 7 27 28 62 A 2. táblázatban feltűntetett eredmények között 14 olyan eset szerepel, amelyekben a vizsgálatot 3 hét - 10 hét időközzel megismételve, jelentős IFA - IgGAM titeremelkedést észleltünk. Ezekben az esetekben az IFA - IgM titer 1: 100 és 1: 4 000 között mozgott, s valamenynyi esetben pozitív reakciót kaptunk. MEGBESZÉLÉS A toxoplasmosis immundiagnosztikájában használatos módszereket, dinamikai szempontból két csoportra oszthatjuk. Az első csoportba tartozó módszerek - a SABIN-FELDMAN test (SFT), a FRENKEL féle bőrpróba (DT), az IFA-IgG, s az indirekt haemagglutinatio (IHA) - a fertőzés kiállása után évtizedekig pozitívak maradnak, ezért ezek a próbák önmagukban, részint a latens fertőzöttség felderítésére, részint járványügyi vizsgálatok végzésére alkalmasak. Igen fontos differenciáldiagnosztikai szempontból azonban, hogy negativitásuk álta-
Iában kizárja a betegség toxoplasmosis eredetét. Savópár vizsgálatakor észlelt jelentős - 2-3 fokozatú - titeremelkedés természetesen minden szeroreakcióban a fertőzöttség akut jellegét igazolja. A második csoportba a KKR és az IFA-IgM sorolható, amelyek általában az aktív toxoplasmosis! jelzik. A komplementkötő antitestek - az alkalmazott antigéntől is függően - általában 1-2 évig, ill. alacsony vagy közepes titerértékkel, maximálisan 2-4 évig perzisztálhatnak (2, 15, 18). Az IgM antitestek akut esetekben mindig kimutathatóak, latens esetekben viszont már nem detektálhatóak. Toxoplasmosisban általában 6-9 hónapig észlelték az IgM antitestek je lenlétét az infectio után (2, 6, 13, 18). Az IgM antitestek különös jelentőséggel bírnak a konnatalis toxoplasmosis differenciáldiagnosztikájában, mivel itt az IgG antitestek maternalis eredetűek lehetnek, az IgM antitestek viszont kórjelző értékűek. Hazánkban mérvadó becslés alapján, évi 300 konnatalis toxoplasmosis esettel kell számolni (10). Az ELISA eljárás helyét - melynek IgG változatát magyar szerzők is alkalmazták (4) - még nem lehet pontosan megítélni. A nagy érzékenység, s a különböző immunglobulin osztályok kimutatási lehetősége azonban, ígéretes módszert jelez a toxoplasmosis diagnosztikájában is. Saját - a jelzett beteganyagon végzett - vizsgálatainkban a KKR-val nyert pozitivitási arány (31,7%), a hazai normális populáción végzett vizsgálatokénál magasabb. JANKÓ és mtsai(ll) 14%-os, CSÓKA (3) 26,8%-os eredményt ír le. Utóbbi szerző szemészeti beteganyagon, KKRval már 44,9%-os szeropozitivitást kapott. Megjegyezzük, hogy több szerzővel megegyezően (3, 13, 15), csak az 1: 10 vagy magasabb titerértéket vettük figyelembe. Az akut esetekre kórjelző titerértéket egyesek 1:80, ill. 1: 160-nak tartják (2), igazolt, heveny toxoplasmosisban is észleltek azonban ennél alacsonyabb titerértéket (13). Magunk az IgM kimutatással igazolt aktív toxoplasmosis esetekben, a KKR titernek a teljes vizsgált skálán való szó ródását tapasztaltuk: negatívtól az 1: 5 120 titerfi pozitivitásig. Az IFA antihuman IgG konjugátummal végzett változatának dinamikája a SFT-el párhuzamos (1, 7). Saját tapasztalataink szerint célszerűbb az első, tájékozódó vizsgálatot antihuman IgGAM konjugátummal végezni, mert így rögtön, az első lépésben kiiktathatóak mind az IgG, mind az IgM negatív savók, s az IgM meghatározást csak kisebb számú, szelektált esetben kell elvégezni. A savópárok vizsgálata során észlelt titeremelkedés, az IgM meghatározás, valamint klini kai jelzések összevetése alapján, az IFA - IgGAM reakcióban nyert =ä 1: 2 000 titerérték, az esetek zömében aktív toxoplasmosisra utal. 1:20, de főként 1: 200 titerérték esetén - ha az IFA - IgM is pozitív - a vizsgálatot 2-3 hét időközzel, meg kell ismételni. Az IFA kivitelében - legalábbis az első, orientatív vizsgálatban - nem találtuk előnyösnek a több szerző által alkalmazott (7, 8, 14) kis léptékű hígítási sort. Az 5x vagy lox geometriai hígítási sorban viszont markáns különbség észlelhető a végponton. Az IFA-IgM meghatározásban az Sä 1: 100 titerértéket mindenesetben az akut toxoplasmosisra kórjelzőnek találtuk. Ez az észlelésünk lényegében megegyezik MÜLLER és mtsai (13), valamint WELCH és mtsai (18) tapasztalataival. Az IFA eredményének értékelésében és leolvasásában néhány olyan jelenséget is figyelembe kell venni, amelyek téves pozitív, ill. negatív eredményt okozhatnak. Több szerző elemezte a"cap formation" vagy "polar staining" jelenséget (5, 8, 17). A jelenség lényege az, hogy a toxoplasma trophozoit elülső pólusán nem-specifikus IgM akkumulálódhat. Antihuman IgM konjugátum alkalmazásakor, a parazita elülső pólusán, sapkaszerű almazöld fluorescenciát látunk. Ezt - mint az "Anyagok és módszerek" fejezetben említettük - negatívként kell értékelnünk. PYNDIAH és mtsai (16), valamint FILICE és mtsai (6) kísérletei az IgG és IgM antitestek esetenkénti kompeticióját igazolták az IFA reakcióban. Az antitest termelésnek abban a szabii
kaszában, amelyben az IgM globulin mellett, már nagy mennyiségben található IgG antitest, az IgM kimutatás hamis negatív eredményt adhat. A hibalehetőséget az IgM és IgG előzetes szeparálásával és külön-külön történő meghatározásával lehet kiküszöbölni. Ismert tény végül, hogy a rheumatoid faktort tartalmazó savók IFA reakcióban fals pozitív eredményt adhatnak. Az IgM jellegű és IgG-vei komplexet alkotó rheumatoid faktor aspecifikus reakciót okozó hatása, PYNDIAH és mtsai szerint (16), ugyancsak kiküszöbölhető a savó frakcionálása révén. Az IFA módszerét, a különböző immunglobulin osztályokra specifikus konjugátumok alkalmazási lehetősége és érzékenysége alkalmassá teszi mind az aktív, illetve latens toxoplasmosis elkülönítésére, mind szeroepidemiológiai vizsgálatok végzésére. A módszer általunk adaptált mikrotechnológiája igen gazdaságos reagens felhasználást, gyors és viszonylag kevéssé eszközigényes kivitelt tesz lehetővé. ÖSSZEFOGLALÁS Szerzők 315 - neurológiai, szemészeti, belgyógyászati és endokrinológiai osztályról származó - betegen végeztek toxoplasmosis szerológiai vizsgálatot, a KKR, ill. az IFA - IgGAM és az IFA - IgM diagnosztikus értékének összehasonlítása végett. Az IFA-t teflonnal bevont tárgylemezeken, mikromódszerrel végezték. KKR-val az esetek 31, 7%-ában (titer ^ 1:10), IFA-IgGAM-el az esetek 48,9%-ában (titer ^ 1: 20) kaptak pozitív eredményt, 62 olyan betegen történt IFA - IgM vizsgálat, akik klinikailag toxoplasmosisra jellegzetes tüneteket mutattak. 36 esetben volt az IFA - IgM ^ 1: 20 titerben pozitiv, 14 beteg esetében észleltek szerzők a vizsgálatok során 2-3 fokozatú IFA - IgGAM titeremelkedést, s valamennyi esetben az IgM titer 1: 100 és 1: 4 000 között mozgott. A klinikailag és szerológiailag aktívnak látszó esetekben, az IgGAM titer ^ 1:2 000, az IgM titer ^ l : 100 volt, mig a KKR titerértéke 1: 10 és 1: 5 120 között váltakozott. IRODALOM 1. BRAVENY, I. - DISKO, R.(1976): Der Toxoplasma-Immunfluoreszenztest: Standardisierung und Bedeutung. - Ârztl. Lab., 22} 16-20. 2. CAMARGO, M. E. - LESER, P. G. - LESER, W.S.P. (1976): Diagnostic information from serological tests in human toxoplasmosis. - Rev. Inst. Med. trop. Sao Paolo, 18: 215-226. 3. CSÓKA, R. (1978): Toxoplasma antitestek vizsgálata szemészeti betegeken. - Orvosi Hetilap, 119: 2425-2427. 4. CSONTOS, F. - PÁCSA, S. - BORBÁS, I. (1982): Toxoplasma gondii specifikus ellenanyagok összehasonlító kimutatása. - Orvosi Hetilap, 123: 1485-1486. 5. DZBENSKI, T. H. - MICHALAK, T. - PLONKA, W.S. (1976): Electron microscopic and radioisotopic studies on cap formation in Toxoplasma gondii. - Infection and Immunity, 14: 1196-1201. 6. FILICE, G.A. et al. (1980): Diagnostic significance of immunoglobin M antibodies to Toxoplasma gondii detected after- separation of immunoglobulin M from immunoglobulin G antibodies. - J. Clin. Microbiol., 12: 336-342. 7. FUHR, R. (1974): Toxoplasma-Antikörper-Nachweis mit Hilfe der Immunfluoreszenz. - Zbl. Bakt. Hyg., I. Abt. Orig. A 227: 294-297.
8. HOBBS, K.M. - SOLE, E. - BETTELHEIM, K. A. (1977): Investigation into the immunglobulin class responsible for the polar staining of Toxoplasma gondii in the fluorescent antibody test. - Zbl. Bakt. Hyg., I. Abt. Orig. A 239: 409-413. 9. JANITSCHKE, K. (1973): Vergleichende Titerbestimmungen von Toxoplasma-Antikörpern mit einem indirekten Fluoreszenz- und dem Sabin-Feldman-Test. - Arztl. Lab., 19: 167-172. 10. JANKÓ, M. - CZEIZEL, E. (1970): A toxoplasmosis epidemiológiája Magyarországon. - Parasit, hung., 3: 119-131. 11. JANKÓ, M. - ZOLTAI, N. - ZOLTAI, L. (1973): Vizsgálatok a humán Toxoplasma-fertőzöttség hazai elterjedéséről. - Parasit, hung., 6^: 41-51. 12. KRAMAR, J. - CHALUPSKY, J. - HÜBNER, J. (1970): Relationship of the immunofluorescence reaction and the Sabin-Feldman reaction. - J. Hyg. Epidem. Microbiol., 14: 129-134. 13. MÜLLER, F. - KLEIN, P. (1975): Modellversuche zur Antikörper-Differenzierung bei der Toxoplasmose des Menschen. - Med. Microbiol. Immunol., 162: 55-61. 14. PEJTSIK, B. - PÁCSA, S. (1978): Rubeolavirus, herpesvirus és Toxoplasma gondii ellenanyagok előfordulása terhes asszonyok trimeszterenkénti, valamint nem-terhesek sorozat-szérummintáiban. - Egészségtudomány, 22_: 191-196. 15. PLANK, Gy. - JANKÓ, M. (1976): A toxoplasmosis terhesség alatti kezelése. - Orvosi Hetilap, 117: 17 05-17 07. 16. PYNDIAH, N. - KRECH, U. - PRICE, P. - WILHELM, J. (1979): Simplified chromatographic separation of immunoglobulin M from G and its application to toxoplasma indirect immunofluorescence. - J. Clin. Microbiol., 9_: 170-174. 17. RENTERGHEM, L. - NIMMEN, L. van (1976): Indirect immunfluorescence in toxoplasmosis: frequency, nature and specificity of polar staining. - Zbl. Bakt. Hyg., I. Abt. Orig. A 235: 559-565. 18. WELCH, P.C. et al. (1980): Serologic diagnosis of acute lymphadenopathic toxoplasmosis. - J. Inf. Dis., 142: 256-264. 19. ZOLTAI, N. (1 962): Parazitológiai vizsgálatok. In: Bálint Péter: Klinikai laboratóriumi diagnosztika. III. kiadás. 1962. Medicina. 20. ZOLTAI, N. - CSABA, K. (1953): A toxoplazmózis hazai előfordulása. - Népegészségügy, 1_2: 331-334. Érkezett: 1983. június 6. Dr. BÁNKI, Gy. Dr. SZTOJKOVné dr. MISLŐCZKY, M. Budapest Fővárosi KÖJÁL Parazitológiai laboratórium H-1393 Budapest, Váci út 174.