ÁRPA CSÍKOS MOZAIK VÍRUS (BSMV) FERTŐZÉSÉNEK HATÁSA ÁRPA NÖVÉNYEK FOTOSZINTETIKUS APPARÁTUSÁNAK KIALAKULÁSÁRA, SZERKEZETÉRE ÉS MŰKÖDÉSÉRE

Átírás

1 DOKTORI (PhD) ÉRTEKEZÉS TÉZISEI EÖTVÖS LORÁND TUDOMÁNYEGYETEM TERMÉSZETTUDOMÁNYI KAR BUDAPEST Biológia Doktori Iskola Iskolavezető: Dr. Erdei Anna Kísérletes Növénybiológia Program Készült az MTA Növényvédelmi Kutatóintézetében Témavezető: Belső konzulens: Programvezető: Dr. Gáborjányi Richard Dr. Böddi Béla Dr. Szigeti Zoltán az MTA doktora az MTA doktora, az MTA doktora egyetemi tanár egyetemi tanár egyetemi tanár ÁRPA CSÍKOS MOZAIK VÍRUS (BSMV) FERTŐZÉSÉNEK HATÁSA ÁRPA NÖVÉNYEK FOTOSZINTETIKUS APPARÁTUSÁNAK KIALAKULÁSÁRA, SZERKEZETÉRE ÉS MŰKÖDÉSÉRE HARSÁNYI ANETT Budapest 2006

2 1. BEVEZETÉS A vírusfertőzés során a gazdanövény és a kórokozó között igen bonyolult kölcsönhatások jönnek létre. A vírus a replikáció során a növény anyagcseretermékeit használja fel a növényi replikációs és transzlációs rendszer segítségével. Erre a növények különféle élettani változásokkal válaszolhatnak, a gazda-parazita kapcsolat formái szerint. Az inkompatibilis vírus-gazda kapcsolatban a növényekben igen gyors szöveti vagy sejtszintű leépülés játszódik le, így a növény és a kórokozó között nem alakul ki huzamosabb ideig tartó együttélési kapcsolat. A fogékony vírusgazda kapcsolatokban viszont a növény megváltozott anyagcsere-folyamatai lehetővé teszik mindkét fél számára egyfajta egyensúly kialakítását, melyre a tartós együttéléshez szükség van. Ma már rendelkezésünkre állnak olyan molekuláris biológiai módszerek, melyekkel a fertőzés során zajló biokémiai kölcsönhatások feltárhatók. Az intenzív molekuláris virológiai kutatások során a vírusok felépítésére és az egyes géntermékek fertőzésben játszott szerepére számos esetben sikerült fényt deríteni. A genetikai alapok ismerete azonban önmagában nem ad magyarázatot a fertőzés során zajló biokémiai változásokra, hiszen ezek csak a két szervezet egységében vizsgálhatók. A kompatibilis gazda-vírus kapcsolatokban leggyakrabban erősebbgyengébb mozaikfoltosság jelenik meg látható tünetekként. Így a fertőzés közvetve vagy közvetlenül, de előidézi a klorofill tartalom, ezáltal fotoszintézis folyamatának megváltozását. A molekuláris szintű változások, melyek a szemmel látható tünetek kialakításában szerepet játszanak, nem ismertek pontosan. A régebbi tanulmányok hosszú sora a vírusfertőzés okozta tüneteket a kloroplasztiszban lévő struktúrák felbomlásaként értelmezte. Azonban felmerült a kérdés, hogy a klorózis kialakulása nem egyszerűen a meglévő struktúrák szétesése miatt alakul ki, hanem a klorofill bioszintézise gátolt. A tünetek így a sejtek érése során igen komplex folyamatban alakulnának ki, melyek közé tartozik a fotoszintetikus membránok összeépülése és működése a proplasztiszból kloroplasztisszá fejlődés során. Munkánk során e komplex folyamat bizonyos lépéseinek megértéséhez szerettünk volna hozzájárulni. Célunk az volt, hogy a csírakori állapottól fogva nyomon kövessük a vírusfertőzés hatását a klorofill bioszintézis egyes lépéseiben, a kloroplasztiszok differencialódásának során és a kialalult mozaikos szövetek fotoszintetikus folyamataiban. Kísérleteinkben egyrészt mechanikailag fertőzött árpa növényeket, másrészt - kihasználva a lehetőséget, amit az árpa csíkos mozaik vírus magátvitellel való terjedése rejt - magátvitellel fertőzött árpa csíranövényeket használtunk fel, melyekben a fotoszintetikus apparátus felépítéséhez nélkülözhetetlen bioszintetikus folyamatokra gyakorolt hatás a legkorábbi stádiumtól fogva nyomon követhető. 1

3 A MUNKA CÉLJA A mozaikos tünetek kialakulása a levél fejlődése során fellépő jelenség, így tanulmányozására szükség van többek között a vírusfertőzés hatásának vizsgálatára fiatal növények fejlődő leveleiben. A növényi kórélettanban a vírusok klorofill bioszintézisre és a kialakuló fotoszintetikus apparátusra gyakorolt hatása kevéssé kutatott terület. Keveset tudunk továbbá azokról a különböző élettani folyamatokról, amelyek a mozaikos levelek sötétzöld és klorotikus területein zajlanak. Ezért munkánk során a szisztemikus növény-vírus kapcsolat következő szempontjainak vizsgálatát tűztük ki célul: Sötétben nevelt árpa csíranövények etioplasztiszaiban a vírusfertőzés hatására kialakuló finomszerkezeti eltérések. Sötétben nevelt árpa csíranövényekben az etioplasztisz membránok pigment-, protein- és lipidösszetételének vírusfertőzés hatására kialakuló változásai. Zöldülési folyamatok a vírusfertőzött növényekben működésbeli és morfológiai tekintetben. A vírusfertőzés által okozott szerkezeti eltérések kifejlett zöld növények kloroplasztiszaiban. A kloroplasztiszok pigment-, és fehérjeösszetételének, valamint a fotoszintetikus folyamatok működésének jellemzése vírusfertőzött növényekben. A fertőzött növények citokinin tartalmának változása, mivel ez a hormon jelentős hatással bír a kloroplasztiszban zajló folyamatokra és a vírusfertőzés alakulására. 2

4 ANYAG ÉS MÓDSZER Növényi anyag és vírus Árpa csíkos mozaik vírus (Barley stripe mosaic virus, BSMV) Atabekov törzsével fertőztünk öt-tíz cm-es cserépben hajtatott árpa (Hordeum vulgare L. Omega fajta) növényeket. Ezután négy héttel végeztük el a vizsgálatokat, amikorra a szisztemikus tünetek jól kifejlődtek. A növényeket üvegházi körülmények között, természetes megvilágítás mellett neveltük. Az etiolált növényeket igénylő vizsgálatokban ugyancsak BSMV Atabekov törzzsel magátvitellel fertőzött árpa növényeket használtunk. A csíráztatásra felhasznált magok erős mozaik csíkos tüneteket mutató növényekről származtak. Kontroll és fertőzött csíranövényeket vízkultúrában neveltük. Az etiolált növényeket 7-11 napos korukban használtuk fel. Módszerek A transzmissziós elektronmikroszkópiai vizsgálatokhoz zöld növényeknél a harmadik levél lemezének középső két centiméteréből vettünk mintát. Külön történt mintavétel a fertőzött növények zöld és sárga levélterületeiből. Az etiolált növényeknél a levél csúcsi 0.5 cm-t eltávolítottuk, és a következő 1 cm-es levéldarabot használtuk fel. A szövetdarabokat 2 %-os glutáraldehidben és 1 %-os OsO 4 -ban fixáltuk, majd víztelenítés után Durcupan epoxi gyantába ágyaztuk be. Az ultravékony metszeteket uranil-acetáttal, majd Reynolds-féle ólom-citrát oldattal kontrasztosítottuk. A metszeteket Hitachi 7100 transzmissziós elektronmikroszkópon vizsgáltuk. Az elektronmikroszkópi felvételeket egyrészt hagyományos analóg technikával, másrészt a MegaView III digitális kamerával készítettük és az AnalySIS Software-rel értékeltük. Immuncitokémiára az etiolált csíranövények leveleinek szövetdarabjait sötétben fixáltuk 1 %-os glutáraldehid oldatban, majd víztelenítés után a hőmérséklet folyamatos csökkentése mellett Unicryl műgyantába ágyaztuk be, amelyet közvetett UV megvilágítással polimerizáltattuk. A NADPH:protoklorofillid oxidoreduktáz (POR) enzim immunogold lokalizációját vékony metszeteken végeztük Ni-grideken. A grideket blokkolás után búzából izolált POR ellen gyártatott poliklonális nyúl antiszérumban inkubáltuk, amihez 10 nm átmérőjű aranyszemcsékkel konjugált kecske-antinyúl antitestet kötöttünk. A grideket ezután uranil-acetáttal, majd Reynolds-féle ólomcitrát oldattal kontrasztosítottuk. Az ultrastrukturális vizsgálatokat Hitachi 7100 transzmissziós elektron mikroszkóppal végeztük. A csíranövényekben a fertőzés okozta morfometriai változások elemzésére 100 kontrol és 100 fertőzött etioplasztisz metszetről készült elektronmikroszkópos felvételen vizsgáltuk a prolamelláris testek szerkezetét és átmérőjét, a protilakoidok teljes hosszát és a kapcsolt 3

5 membránterületek hosszát. A POR enzim lokalizációjának vírusfertőzés okozta változásait 26 kontroll és 34 fertőzött etioplasztiszról készült felvételen értékeltük. A plasztiszok területét felosztottuk prolamelláris test és sztróma + protilakoid részekre, melyekben kiszámítottuk a POR enzimet reprezentáló aranyszemcsék eloszlását (részecskeszám μm -2 ). POR enzim mennyiségének Western blot módszerrel történő meghatározása azonos friss tömegű etiolált kontroll és vírusfertőzött növények leveleit forrón eldörzsöltük kivonó pufferben és a mintákból 10 μg proteint tartalmazó mennyiségeket vittünk fel sávonként 12.5 % SDS-poliakrilamid gélre. Elektroforézis után a fehérjéket PVDF membránra kötöttük, majd blokkolás után inkubáltuk a POR-specifikus poliklonális antiszérumban. Tormaperoxidázzal konjugált kecske-antinyúl antitestet használtunk másodlagos reagensként. A reakciót Enhanced ChemiLuminescence (ECL) detection kit segítségével tettük láthatóvá, majd röntgen filmre exponáltuk. A POR enzim mennyiségét az UTHSCSA Image Tool 3.00 denzitométerrel határoztuk meg. Lipidanalízishez sötétben nevelt növények darabolt friss leveleit izopropanolban forraltuk majd eldörzsöltük kloroform:metanol:víz (1:2:0.8) elegyében. Tisztítás után a lipideket kloroformban oldottuk fel. Az egyes lipidféleségeket vékonyréteg kromatográfiával választottuk el és UV lámpa alatt azonosítottuk 2,7-dichlorofluoreszcein segítségével. A teljes lipidkivonatból, továbbá az MGDG- és DGDG-kivonatokból zsírsav-metil-észtereket képeztünk báziskatalizált metilációval, ismert mennyiségű belső standard jelenlétében. A zsírsavak metil-észtereit gázfolyadék kromatográfiával választottuk el HP 5890 Series II készülékben. A kromatogramokat a HP ChemStation for Windows programmal elemeztük. BSMV fertőzött növények levelének és levél homogenátumának 77K flureszcencia spektrumait FluoroMax 2 spektrofluorométerrel mértük. A mérés folyamán a mintákat folyékony nitrogénben tartottuk. Az emissziós spektrumok mérésénél a gerjesztő fény 440 illetve 460 nm volt, a gerjesztési rés mérete 4, az emissziós résé 2 nm volt. A gerjesztési spektrumoknál etiolált növény esetén a 700 nm-en, zöld növényben 740 nm-en kibocsátott fény intenzitás-változását mértük különböző hullámhosszakon gerjesztve. Minden spektrum három ismételt mérés átlaga. Az etiolált növények levelét hosszában félbevágtuk és egyik felét sötétben, a másik felét kétszeri villanó fénnyel történt megvilágítás után folyékony nitrogénben lefagyasztottuk, majd 77 K fluoreszcencia spektrumait regisztráltuk. A megvilágítást Chinon 900C vakuval végeztük. A Shibata-féle eltolódás mérésére intakt leveleket 2 mm-es résű maszkolt küvetta falára fektettünk fel. Villanó fénnyel történt megvilágítás után a mintatartóban rögzített mintáról a megfelelő időpontokban abszorpciós spektrumot mértünk Shimadzu UV-2101PC spektrofotométerben, az eljárás során a Shibata-féle opálüveg-technikát használtuk (Shibata 1957). 4

6 A spektrumok feldolgozását SPSERV V3.14 programmal végeztük. Az alapvonalkorrekciót követően 3 és 5 pontos simítást használtunk. Az abszorpciós spektrumokat alapvonal korrekció és simítás után Gauss-komponensekre bontottuk, és a fenti program segítségével illesztettük a mért adatpontok közé. A protoklorofillid illetve klorofill tartalom meghatározására a leveleket 80 %-os acetonban homogenizáltunk, majd sötétben extraháltunk. Az etiolált minták abszorpciós spektrumait 550 és 750 nm között, a zöld növények esetén az abszorpciót 730, 663, nm-es hullámhosszakon mértük Shimadzu UV-2101PC spektrofotométerben. A klorofill koncentrációk számítását Porra és mtsai (1989) egyenlete alapján, a protoklorofillid koncentrációkat a Boardmanféle specifikus extinkciós koefficiens (Boardman 1966) segítségével számoltuk ki. A klorofill-protein komplexek elválasztása Deriphat poliakrilamid gélen történt glikozidos detergensekkel való szolubilizálás után. Ezt követően a sávok azonosítása céljából a zöld gélszeleteket denaturáló körülmények között szolubilizáltuk, majd a gélelektroforézis lényegében Laemmli (1970) szerint történt. A klorofill proteinek relatív arányait és az egyes proteinek mennyiségét Phoretix 2D software segítségével számítottuk ki. A CO 2 -felvétel mértékét radioktív 14 CO 2 segítségével határoztuk meg (Láng és mtsai 1985). A mintákból kivágott levélkorongok radioaktivitását folyadék szcincillációs spektrofotométerben (Beckman LS5000TD) mértük. Levélminták fluoreszcencia indukciójának mérését PAM Chlorophyll Fluorometerben végeztük. Vírusfertőzött és kontroll növények leveleiből kivágott azonos méretű levélkorongokat szobahőmérsékleten 20 percig sötétadaptáltuk. A maximum fluoreszcenciahozam meghatározását 0.75 s hosszú fehér fény (PPFD: 3500 μmol m -2 s -1 ) felvillanásával végeztük. A kioltási mechanizmusok elemzéséhez aktinikus fehér fényt (PPFD: 100 μmol m -2 s -1 ) használtunk. A kioltási paramétereket a következők szerint számítottuk: qp = (F m -F t )/(F m -F o ), NPQ = (F m - F m )/F m és SV o =(F o -F o )/F o A zöld növények citokinin tartalmát indirekt kompetitív ELISA módszerrel mértük Székács és mtsai (2000) alapján. A növényi mintákat 80 % metanolban homogenizáltuk, centrifugálás után a felülúszót N 2 -atmoszféra alatt bepároltuk az eredeti térfogat 10 %-ára. Az ELISA lemezeket érzékenyítettük marha szérum albuminhoz kapcsolt izopentenil-adenozin és zeatin ribozid konjugátumokkal és a megfelelő standard hormonból kalibrációs sort, a mérendő mintákból hígítási sort készítettünk, mely az ovalbuminhoz kapcsolt izopentenil-adenozin és zeatin ribozid konjugátumokkal mint első antitesttel egyszerre került a lemezre. Második antitestként alkalikus foszfatázzal konjugált Protein A-t használtunk. A reakciót 4-nitrofenil-foszfát oldattal 5

7 tettük láthatóvá. Az extinkciót Labsystem Multiscan MS spektrofotométeren mértük 405 nm-es hullámhosszon. A zöld növények aktív citokinin tartalmát az Amaranthus magoncokban citokininek által indukált betacianin szintézisén alapuló bioteszttel mértük Biddington és Thomas (1973) szerint. A növényi mintákat 80 % etanolban homogenizáltuk, a felülúszót szűrőpapírral bélelt Petri csészékbe mértük és beszárítottuk. Négy napos sötétben nevelt Amaranthus csíranövényekből mintánként 20 db-ot az 1 mg ml -1 tirozin tartalmú foszfát puffert tartalmazó Petri csészékbe helyeztünk és 24 órát inkubáltuk sötétben. A növénykéket ezután ismert mennyiségű desztillált vízbe helyeztük és fagyasztási-olvasztási ciklus háromszori ismétlése után a mintákat centrifugáltuk és a felülúszó abszorpcióját mértük 620 és 542 nm hullámhosszon Shimadzu UV-2101PC spektrofotométerben. Az etiolált és a zöld növényekben a vírus jelenlétét DAS-ELISA teszttel mutattuk ki Clark és Adams (1970) szerint, a Loewe Biochimica Ltd. és az Agdia Inc. poliklonális anti-bsmv antiszérumát felhasználva. Az extinkciót Labsystem Multiscan MS spektrofotométeren mértük 405 nm-es hullámhosszon. A lipidanalízisre és immuncitokémiára felhasznált etiolált növények fertőzöttségét 77 K fluoreszcencia emissziós spektrumok alapján állapítottuk meg. Ha a 655 nm fluoreszcencia emissziós sávnak a 633 nm sávhoz viszonyított aránya 1.5-nél kisebb volt, akkor a növényeket fertőzöttnek tekinthettük. Ugynezen formák aránya a kontroll növények spektrumaiban 3 és 5 között változott. 6

8 ÚJ TUDOMÁNYOS EREDMÉNYEK Munkánk során átfogó képet kívántunk adni a növényben a vírusfertőzés hatására megjelenő mozaikos tünetek kialakulásának folyamatáról. Vizsgálatainkhoz árpa csíkos mozaik vírussal (BSMV) magátvitel útján és mechanikailag fertőzött árpa növényeket használtunk. Tanulmányoztuk sötétben nevelt fertőzött csíranövények etioplasztiszainak szerkezetét, membránjainak összetételét és a megvilágítást követő zöldülési folyamatokban okozott működési zavarokat. Vizsgáltuk továbbá a kloroplasztiszokban a fotoszintetikus apparátus kialakulásában és működésében bekövetkezett változásokat a mozaikos levelek klorotikus és sötétzöld szövetterületeiben. Eredményeinket az alábbiakban foglaljuk össze: BSMV virionok jelenlétét első ízben sikerült kimutatnunk sötétben nevelt növényekben a fejlődés igen korai stádiumában. Az etioplasztiszokban, a zöld növényekben tapasztaltakhoz hasonlóan nagyméretű citoplazma invaginációk és/vagy apró széli vezikulumok jelentek meg, és a virionok igen nagy tömegben halmozódtak fel a citoplazmában. Sötétben nevelt növényekben BSMV fertőzés hatására jelentősen megváltozott az etioplasztiszok membránjainak szerkezete, a prolamelláris test mérete csökkent, szerkezete fellazult, míg a protilakoid membránok aránya nőtt. Bizonyítottuk a protoklorofillid tartalom csökkenését, amivel párhuzamosan a fotoaktív formáknak a fotokémiailag inaktív formákhoz viszonyított aránya csökkent. Első ízben mutattuk ki, hogy a vírusfertőzés NADPH:protoklorofillid oxidoreduktáz (POR) enzim mennyiségének jelentős csökkenését okozza az etioplasztiszok belső membránjaiban, mely így nem tudja a makrodomén szerveződést és a fotoaktív protoklorofillid formákat kialakítani, gátolva ezzel a teljes növény fejlődését. Először vizsgáltuk vírusfertőzés hatását etiolált növények lipidösszetételére. Megállapítottuk, hogy a galaktolipidek, különösen a monogalaktozil-diacilglicerol (MGDG) mennyisége csökkent erőteljesen, megváltoztatva ezzel az MGDG digalaktozildiacilglicerolhoz viszonyított arányát. Csökkent továbbá a membrán fluiditása is. E változások a pigment-protein komplexek beépülését gátolják, stabilitásukat csökkentik, növelve a fotooxidációra való érzékenységet. Igazoltuk, hogy e fenti változások következtében a zöldülési folyamatok (Shibata-féle eltolódás) jelentősen lelassultak vírusfertőzött növényben. Első ízben készítettünk átfogó ultrastruktúrális tanulmányt vírusfertőzés hatására a zöldülés során zajló változásokról, melyek a klorotikus és zöld szövetterületek korai kialakulásához 7

9 vezetnek. Kimutattuk, hogy a klorotikus szövetekben látható struktúrák jelentős része a kloroplasztisz membránok gátolt bioszintetikus folyamatainak következménye, míg más struktúrák a lebomlás során alakulnak ki. A zöld részek kloroplasztiszai a kontroll növényekénél nagyobbak, gránumrendszerük fejlettebb. Megállapítottuk, hogy a zöld részek kloroplasztiszai anyagcseréjükben lényegesen eltérnek a kontroll növényektől. Megnövekedett klorofilltartalmuk hátterében a magasabb citokinin aktivitás áll, ami a zeatin-ribozid típusú citokininek mennyiségi növekedésének tudható be. A zöld szövetterületek fotoszintetikus folyamai enyhe stressz hatását mutatják, mely egyrészt a PSII quantumhatékonyságának csökkenésében, másrészt a CO 2 -felvétel csökkenésében mutatkozik meg. A klorofill-proteinek aránya, továbbá a nem-fotokémiai és a fotokémiai kioltási paraméterek azonban nem tértek el jelentősen a kontroll levelekétől. Kimutattuk, hogy a klorotikus részekben szignifikánsan alacsonyabb a citokinin aktivitás, amit az izopentenil-adenozin típusú citokininek mennyiségének csökkenése okoz. Ez kiválthatja a sejtek korai szeneszcencia folyamatainak indukcióját, mely a plasztiszok lebomlásához vezet. Igazoltuk, hogy bár a klorotikus területekben jelentősen csökken a fotoszintetikus egységek száma, bennük a klorofill-protein komplexek aránya és az energiamigráció hatékonysága nem változik meg jelentős mértékben. A klorotikus területeken zajló intenzív nem-fotokémiai kioltási folyamatok alapján megállapítható, hogy klorofill-protein komplexek nem tudják megfelelő hatékonysággal fotoszintézisre felhasználni a befogott energiát, így e területeken fokozott az oxidatív stressz valószínűsége. Kimutattuk, hogy a zöld és a klorotikus területek vírustartalma azonos, így az egyes szövetek igen eltérő élettani folyamai nem kapcsolhatók össze a vírus replikációjának intenzitásával, hanem ezek hátterében más, igen bonyolult kölcsönhatások állnak. 8

10 A TÉMÁBAN MEGJELENT PUBLIKÁCIÓK Angol nyelvű közlemények: A. Almási, K. Bóka, B. Böddi, A. Harsányi, R. Gáborjányi (2000) Can BSMV infection inhibit chlorophyll biosynthesis in barley plants? 12 th Congress of FESPP, Budapest. Abstract megjelent: Plant Physiology and Biochemistry 38 Suppl. S20-31 (s227). A. Almási, A. Harsányi, R Gáborjányi. (2001) Photosynthetic alterations of virus infected plants. Acta Phytopathol. Entomol. Hung. 36 (1-2): Anett Harsányi, Béla Böddi, Károly Bóka, Asztéria Almási, Richard Gáborjányi (2002) Abnormal etioplast development in barley seedlings infected with BSMV by seed transmission. Physiol. Plantarum, 114 (1): Anett Harsányi, Béla Böddi, Károly Bóka, Richard Gáborjányi (2005) Pathogen affected greening process of barley seedlings infected with BSMV by seed transmission. IV. Alps-Adria Scientific Workshop, Portoroz, Slovenia. Megjelent: Cereal Research Communications Vol. 33 (1) Anett Harsányi, Margareta Ryberg, Mats X. Andersson, Károly Bóka, Lajos László, Gergely Botond, Béla Böddi, Richard Gáborjányi (2006) Alterations of NADPH:protochlorophyllide oxidoreductase (POR) quantity and lipid composition in etiolated barley seedlings infected by barley stripe mosaic virus (BSMV). Molecular Plant Pathology, in press. Magyar nyelvű közlemények: Harsányi Anett, Almási Asztéria, Böddi Béla, Matilde Barón, Gáborjányi Richard. (2000) A fotoszintézis gátlása tobamovirusokkal fertőzött paprika növényekben. X. Keszthelyi Növényvédelmi Fórum, Keszthely. Abstr.: p. 22. Harsányi A., Böddi B., Bóka K., Gáborjányi R. (2000) BSMV fertőzés hatása az árpa növények kloroplasztiszainak kialakulására. Második Nemzetközi Növényvédelmi Konferencia, Debrecen. Abstr.: p

11 Gáborjányi R., Almási A., Harsányi A., Böddi B., Bóka K. (2000) A vírusfertőzés, mint biotikus stressz hatása a gazdanövény fotoszintézisére. Lippay János-Vas Károly Tudományos Ülésszak, Budapest. Abstr. Kertészettudomány: Almási Asztéria, Harsányi Anett, Gáborjányi Richard (2001) A vírusfertőzést követő alapvető morfológiai változások a kloroplasztiszban. XI. Keszthelyi Növényvédelmi Fórum, Keszthely. Abstr.: p. 5. Harsányi Anett, Böddi Béla, Bóka Károly, Gáborjányi Richard (2004) Az árpa csíkos mozaik vírussal (BSMV) magátvitel formájában fertőzött árpa csíranövények károsodott etioplasztisz szerkezete. XIV. Keszthelyi Növényvédelmi Fórum, Keszthely. Abstr.: p. 16. Harsányi Anett, Böddi Béla, Bóka Károly, Gáborjányi Richard (2005) A BSMV magátviteli fetőzésének hatása az árpa magoncok zöldülési folyamataira. XLVII. Georgikon Napok és 15. ÖGA Találkozó, Keszthely. Abstr.: p 222. Harsányi Anett, Margareta Ryberg, Mats X. Andersson, Bóka Károly, László Lajos, Botond Gergely, Böddi Béla, Gáborjányi Richard (2005) Protoklorofillid oxidoreduktáz mennyiségének és lipidösszetételének változásai az árpa csíkos mozaik vírussal fertőzött etiolált árpa csíranövényekben. 10. Tiszántúli Növényvédelmi Fórum, Debrecen. p Egyéb publikációk: Harsányi Anett, Almási Asztéria, Böddi Béla, Bóka Károly, Gáborjányi Richard (2004) A vírusfertőzés hatása a fotoszintetikus apparátus szerkezetére és működésére. Támadás és védekezés. Molekuláris növénykórtan. Szerk: Gáborjányi Richard. Dinasztia Kiadó, Budapest. Megjelenés alatt. 10