AZ INTERMEDIER ANYAGCSERE ENDOPLAZMÁS RETIKULUMHOZ KÖTÖTT REAKCIÓINAK INVENTÁRIUMA

AZ ENDOPLAZMÁS RETIKULUM Az endoplazmás retikulum (ER) ciszternák és tubulusok hálózata, mely a magmembránt is magába foglalja. A legtöbb eukarióta sejt legnagyobb organelluma, melyet folyamatos membrán határol. A májsejtben, ahol az ER igen fejlett, a sejttérfogat 10, a sejtfehérje 20, illetve a membránok több mint 90 százalékát képviseli. Néhány sejttípusban viszont szinte kizárólag a magmembrán alkotja az ER hálózatát. AZ INTERMEDIER ANYAGCSERE ENDOPLAZMÁS RETIKULUMHOZ KÖTÖTT REAKCIÓINAK INVENTÁRIUMA Az ER-ban található enzimek többnyire nem véletlenül működnek ebben az organellumban. A ER lokalizáció legjellemzőbb okai: a) A reakció termékei exportra készülnek és a vezikuláris transzport révén távoznak a sejtből (szekréciós fehérjék, lipoproteinek). b) A reakcióútban szereplő enzimek láncolatot képeznek - szubsztrát channeling - pl. elektrontranszfer lánc (mikroszómális elektrontranszfer a biotranszformáció első fázisában). c) Az enzimkatalízis optimumához szükséges az ER lumenében található sajátos környezet (chaperonok, UDP-glukuronoziltranszferázok). d) A reakció szubsztrátjai és/vagy termékei lipidoldékony vegyületek lévén az ER membránjában oldva találhatók (citokróm P450 enzimek, koleszterol szintézis, deszaturáz, stb). Az ER-ben található legfontosabb reakciók: a) szénhidrát anyagcsere: glukóz-6-foszfatáz rendszer, hexuronsav ciklus befejező lépései, gulonolakton oxidáz; b) lipid anyagcsere: zsírsavlánc elongációja, deszaturáció, triglicerid szintézis, koleszterol és más biológiai izoprének szintézise, koleszterol észteresítése (ACAT), lipoprotein szintézis, foszfolipid bioszintézis legtöbb lépése; 1

c) biotranszformációs reakciók: citokróm P450 izoenzimek által katalizált reakciók (szteroidok egyes hidroxilációi, D-vitamin aktiválódása, xenobiotikumok oxigenálása), glukuronidáció (bilirubin, szteroidok és xenobiotikumok); d) szekréciós fehérjék szintézise és poszttranszlációs módosítása (prolil- és lizilhidroxiláció, diszulfid híd képződés, γ-karboxiláció, N- és O-glikozilálás). (A fenti reakciók részletesen megtalálhatók a tankönyvben, illetve korábbi konzultációs anyagokban. A továbbiakhoz célszerű a glukóz-6-foszfatáz rendszer, az UDP-glukuronoziltranszferázok, valamint az ER-hez kötött riboszómákon történő fehérjeszintézis és poszttranszlációs módosítások átismétlése.) AZ ENDOPLAZMÁS RETIKULUM TRANSZPORTFOLYAMATAI Az endoplazmás retikulum luminális kompartimentumának összetétele nem teljesen ismert, de számos molekula tekintetében jelentősen különbözik a citoszólétól. Jól ismert pl. a citoszólnál több mint három nagyságrenddel magasabb intraluminális kálcium koncentráció. A protonkoncentráció szintén magasabb a lumenben. A fehérjeszekrécióban résztvevő sejtek ER-ában a fehérjekoncentráció is igen magas. A kis molekulák közül ismert, hogy a glutation diszulfid és az aszkorbinsav koncentrációja magasabb, míg a (redukált) glutationé alacsonyabb a lumenben. Az intermedier anyagcsere legtöbb köztitermékének intraluminális koncentrációja a metodikai nehézségek miatt (l. később) nem ismert. Feltehető, hogy legtöbbjük nincs vagy csak igen alacsony koncentrációban van jelen az ER lumenben. A transzport célja: 1. A szekréciós és membránfehérjék poszttranszlációs módosításához szükséges szubsztátok szállítása befelé és a keletkezett végtermékek szállítása kifelé (ATP/ADP, cukor nukleotidok/nukleozid monofoszfátok, aszkorbát/dehidroaszkorbát, glutation) 2. A sejtből részben vagy teljesen exocitózissal távozó termékek prekurzorainak szállítása intraluminális aktív centrummal rendelkező enzimekhez (UDP-glukuronsav, glukóz-6-foszfát, dehidroaszkorbát) 3. Az általában regulációs okokból intraluminális enzimek szubsztrátjainak és termékeinek szállítása (UDP-glukuronsav, glukuronidok, UMP, glukóz-6-foszfát, glukóz, foszfát) A transzport mechanizmusa: 1. Aktív transzport: Ca 2+ -ATPáz (SERCA), H + -ATPáz 2. Csatornák: Ins(1,4,5)P 3 -receptor, ryanodine receptor 3. Facilitált diffúzió 2

3.1. Uniporterek: glukóz, glukóz-6-foszfát, Pi, PP, glutation, dehidroaszkorbát, kisebb glukuronidok (ms<300) 3.2. Antiporterek: ATP, nukleotid-cukrok, nagyobb glukuronidok (ms>300) A traszport vizsgálata A jelenlegi módszerek nem alkalmasak a transzporterek ligandjainak in vivo kimutatására az ER lumenében. Ezért ismereteink in vitro rekonstruált kísérleti rendszereken, mikroszómákon és proteoliposzómákon végzett kísérletekből származnak. A sejt homogenizálása során az ER rendszere feltöredezik és kisméretű vezikulákat (mikroszómák) alkot. A mikroszómák membránja megőrzi eredeti irányultságát (a citoszól felőli oldal van kívül), de elvész az ER esetleges (bár vitatott) heterogenitása. A tisztított transzporter liposzómába építhető. A transzport vizsgálatának módszerei mikroszómában és proteoliposzómában fényszórás gyors szűrés gyors precipitáció elve ozmotikus hatásra bekövetkező zsugorodás vagy tágulás befolyásolja a vezikulák fényszórását az inkubációs közeg és a vezikulák gyors elválasztása szűréssel az inkubációs közeg és a vezikulák gyors elválasztása polietilénglikol precipitációval és centrifugálással detektálás időigénye real time ~5 s 1-2 min szükséges ligandkoncentráció magas (5-100 mm), a legtöbb ligand esetében nem fiziológiás tetszőleges (de jelzett ligandot igényel) tetszőleges, a detektáláshoz alkalmazott módszertől függ szükséges fehérje 25-100 µg 50-200 µg 1-5 mg szükséges eszköz fluoriméter folyadék szcintillátor HPLC A transzporterek molekuláris azonosítása a) biokémiai megközelítés: a transzport funkcionális jellemzése membránfehérjék frakcionálása és tisztítása rekonstrukció proteoliposzómában b) molekuláris biológiai megközelítés: transzporter gének keresése bakteriális analógiák alapján molekuláris biológiai és biokémiai igazolás 3

A transzporterek rekonstrukciója proteoliposzómában A rekonstrukció több fontos célt szolgálhat: a) a tisztítás ellenőrzése; b) a transzport mechanimusának tanulmányozása (pl. antiport mechanizmus) c) kinetikai mérések; d) a transzporter és a membrán kölcsönhatásának vizsgálata; e) a transzporter szabályozásának tanulmányozása. A rekonstrukció lépései: a) az organellum membránjának szolubilizálása detergensekkel b) a detergens eltávolítása c) a fehérjék beépítése unilamelláris foszfatidilkolin liposzómákba (ismételt fagyasztás-olvasztás ciklusokkal vagy hígítással) A fenti módszerrel a következő ligandokat transzportáló antiportereket sikerült rekonstruálni (a Golgiból): CMP-sziálsav, UDP-galaktóz, UDP-glukuronsav, ATP, UDP-N-acetil-galaktózamin, foszfoadenozin-foszfoszulfát. Az UDP-xilóz antiporter rekonstrukciójához a Golgi saját lipidjeit kellett felhasználni. Az ER transzportereinek rekonstruciója valamiért sokkal nehezebb, eddig csak az ATP/ADP antiportert rekonstruálták. Az antiporterek általános jellegzetességei: a) a transzport többé-kevésbé organellum-specifikus (ER vs. Golgi); b) a teljes molekula transzportálódik, nics metabolizmus a transzport során, a transzporter nem enzim; c) a transzport hőmérsékletfüggő és telíthető, a tipikus Km 1-10 µm; d) a transzport kompetitíven gátolható a ligand analógjaival; e) a ligand akkumulálódik a lumenben. Az ehhez szükséges energia egy intravezikuláris molekula koncentrációgrádiens irányába történő, kifelé irányuló transzportjából származik (antiport mechanizmus). Ez a molekula általában a ligand intravezikuláris metabolizmusából származó nukleozid monofoszfát (v. difoszfát). Az ER két legjobban ismert, transzporterek működéséhez kötött enzimrendszere a glukóz-6-foszfatáz és az UDP-glukuronoziltranszferáz rendszer. Az alábbiakban ezek működését ismertetem kissé részletesebben. Mindkét esetben a katalítikus aktivitású alegység (maga az enzim) aktív centruma a lumen felé irányul. Jellegzetes tulajdonságuk a latencia: az enzimaktivitás alacsony az intakt 4

mikroszómális vezikulákban, és a membrán integritását megszüntető kezelés (detergens, pórusképzők, ultrahang, ismételt fagyasztás-olvasztás stb.) hatására növekszik. latencia (%) = 100-100 x (enzimaktivitás intakt vezikulákban / teljes enzimaktivitás) A latencia jelensége jelzi, hogy a sebességmeghatározó lépés a szubsztrát transzportja, egyben lehetőséget ad a transzport sebességének indirekt meghatározására is (a transzport sebessége enzimaktivitás). A glukóz-6-foszfatáz rendszert legalább (?) három transzporter egészíti ki (l. 1. ábra). Mindegyik működési zavara ismert, a glikogéntárolási betegségek 1. típusának (GSD 1 v. Gierke-kór) különböző altípusait hozza létre. Az altípusok különböző manifesztációs formája valószínűvé teszi, hogy valóban különböző transzporterek hiány felelős az egyes kórképekért. Jelenleg molekuláris szinten csak a glukóz-6-foszfát transzporter (G6PT) ismert, a többi transzportert csak funkcionálisan jellemezték. A G6PT specifikus G6P-ra, míg a G6Páz bármilyen hexóz-foszfátot hidrolizálni tud. Tehát a transzporter biztosítja a G6Páz rendszer specificitását. A G6PT-t bakteriális analógiák alapján emberi hólyagrák cdns könyvtárból azonosították (Gerin et al, 1997). A transzporter elsősorban a glukoneogenezisre képes szervekben (máj, vese) expresszálódik, de jelen van szinte minden sejttípusban. A transzportert 429 aminosav alkotja, 10 transzmembrán hélixet képezve (3. ábra). Az agyból egy 22 aminosavval hosszabb variánsát lehetett kimutatni. A GSD 1b altípusban a gén különféle mutációit észlelték, melyek elsősorban a transzmembrán szakaszokat érintik. Ismertek a transzport gátlószerei is (klorogénsav és származékai), melyek esetleg a diabetes terápiájában is helyet kaphatnak majd. A G6PT mutációi esetén a mikroszómális G6P transzport defektusa kimutatható (fokozott v. teljes latencia), de a transzporter rekonstrukciója proteoliposzómában még nem volt sikeres. A G6PT gyakorlatilag minden sejtben expresszálódik, ennek ellenére a GSD 1b csak a glukoneogenetikus szerveket és a granulocitákat érinti. A kórképet a Gierke-kór általános jellemzőin (hipoglikémia, hiperlipémia, laktacidózis, máj- és vesemegnagyobbodás, máj adenómák) kívül granulocitopénia, csökkent granulocita funkciók és fertőzésekre való hajlam jellemzi. A granulociták nem tartalmaznak G6Pázt, glukóz termelésére nem képesek, így a transzporter funkciója misztikus, de fontos. Lehetséges hipotézisek: a G6P akkumuláció az ER lumenben a kálcium szekvesztrációhoz szükséges, vagy a transzporter G6P szenzorként működve befolyásolhatja a sejtciklust és apoptózist. A foszfát (és pirofoszfát) transzportjáért felelős fehérjék szerkezete nem ismert. A transzport zavaráért nem a G6PT gén mutációi felelősek (mint azt egy ideig hitték). A glukóz transzportját feltehetőleg egy GLUT típusú transzporter mediálja (mely más hexózokat és dehidroaszkorbátot is szállít). A transzporter viszonylag kis kapacitású, így a G6P hidrolízise során intraluminálisan glukóz akkumulálódik. Ez felveti, hogy a glukóz részben exocitózis útján hagyja el a májat, amit GLUT2 knockout állatokban is igazoltak. 5

Az UDP-glukuronoziltranszferáz rendszer transzporterei csak funkcionálisan ismertek. Szemben a G6P rendszerrel, ahol a facilitált diffúzióért uniporterek felelősek, itt elsősorban antiporterek működnek (2. és 4. ábra). Az antiport általában elektroneutrális (azonos töltésű molekulák cserélődnek ki). Az UDP-glukuronsav befelé irányuló transzportját UMP távozása egészíti ki. (Lehetséges, hogy a folyamat kétlépcsős: az UDPGA UDP-N-acetilglukózaminnal cserélődik ki, s az utóbbi UMP-vel.) A képződött nagyobb molekulasúlyú glukuronidok távozása pedig szintén UDPGA belépésével járhat együtt. Az aniporterek tehát kevéssé specifikusnak tűnnek. MOLEKULÁRIS MECHANIZMUSOK AZ ENDOPLAZMÁS RETIKULUMBAN FOLYÓ FEHÉRJESZINTÉZISBEN (5. ábra) Fehérje folding (peptidil prolil cisz/transz izomeráz, oligoszaharil-transzfer komplex, glukóz-regulált chaperonok (GRP78, GRP94 stb), lektinszerű chaperonok (calnexin, calreticulin, calmegin), tiol-diszulfid oxidoreduktázok (protein diszulfid izomeráz, ERp72, Erp59 stb) Minőségellenőrzés (a fenti chaperonok, UDP-glukóz:glikoprotein glikoziltranszferáz, glukozidáz II, mannozidázok) ER-sejtmag jelpályák (UPR, EOR) Proteolízis (ERAD) A fenti folyamatok közül a konzultációs anyag az utóbbi kettőt tárgyalja. JELÁTVITEL AZ ENDOPLAZMÁS RETIKULUM ÉS A SEJTMAG KÖZÖTT Az ER egyik legfontosabb funkciója az exportra kerülő makromolekulák (fehérjék, lipoproteinek) szintézise, foldingja és poszttranszlációs módosítása, valamint a makromolekuláris protein komplexek összeállítása. Mielőtt a fehérje elhagyja az ER lumenét (a vezikuláris transzport során), gondos minőségellenőrzésen esik át. A vizsgálaton megbukott fehérjék a lumenben maradnak, további sorsuk kétféle lehet. Vagy kapnak még egy lehetőséget, további foldingon esnek át a lumenben, fokozva a zsúfoltságot (ER túltöltés, ER overload, ERO), vagy visszakerülnek a citoszólba, ahol 6

proteaszóma által végrehajtott proteolízisen esnek át (ER-asszociált degradáció, ERAD). Az ER folding funkcióját rontó legfontosabb hatások: a) A fehérjeglikoziláció gátlószerei: 2-deoxiglukóz, brefeldin A, tunikamicin, éhezés. b) Intraluminális kálciumot csökkentő szerek: tapsigargin, ciklopiazonsav (Ca 2+ - ATPáz gátlók), A23187, ionomicin és más ionofórok. Hatásuk közvetett: a legtöbb intraluminális enzim (chaperonok, glikoziláció enzimei, oxidoreduktázok) optimális működéséhez szükséges a lumen normális kálciumkoncentrációja (>400 µm). c) Intraluminális redoxpotenciált befolyásoló redukálószerek: ditiotreitol, merkaptoetanol. A protein diszulfid izomeráz és más tiol-diszulfid oxidoreduktázok működéséhez szükséges optimális redoxpotenciált (-180 mv) változtatják meg, jelenlétükben a diszulfid kötések képződése zavart szenved. d) Integráns membránfehérjék és szekréciós fehérjék túltermelése (pl. vírusinfekció), mutáns fehérjék termelése. A fenti eseményekről sajátos jelpályák szállítanak információt a sejtmagba. (Mivel a magot körülvevő membrán analóg az ER-mal, a jelpályának nem kell szükségszerűen érintenie a citoszólt.) A legismertebbek közülük: a selejtfehérje-válasz (unfolded protein response, UPR), az ER túltöltés válasz (EOR) és a szterol-válasz. UPR A jelpálya részleteit élesztőben írták le először, de legtöbb elemét már humán sejtekben is megtalálták (6. ábra). Az ER lumenében a minőségi hibás fehérjéket egy chaperon fehérje, a Kar2p köti. Ez a chaperon a hősokkfehérjék Hsp70 családjába tartozó BiP analógja. A hibás fehérjék tömeges megjelenése kivonja a Kar2p-t egy ER transzmembrán fehérjével, az Ire1p-vel alkotott kötéséből. Az Ire1p egy kináz aktivitású enzim, melynek citoszól felé néző doménje egy ribonukleázzal (RNázL) 7

homológ, míg luminális doménje kötődik a Kar2p-hez. Kar2p nélkül két Ire1p molekula homodimerizálódik, transz-autofoszforilálódik és így aktiválódik. Az aktív Ire1p egy trns ligázzal együttműködve kihasít egy darabot a HAC1 elsődleges mrns-ből. Az átalakított mrns kijut a citoszólba, átíródik fehérjévé, s az így képződött Hac1p transzkripciós faktorként működve fokozza az UPR cél-gének átíródását. Az ide tartozó gének promotere tartalmaz egy 22 bázispárból álló UPR elemet (UPRE), melyet minden UPR során indukálódó fehérje génjében megtaláltak. Az indukálódó fehérjék egyrészt szükségesek a foszfolipid bioszintézishez, másrészt a foldinghoz (luminális chaperonok, glikoziltranszferázok stb.). Élesztőben majdnem négyszáz gén tartozik az UPR által mediált csoportba, körülbelül 200-nak ismert a funkciója. Az UPR-t kiegészíti a fehérjék transzlációját gátló mechanizmus, mely az eukarióta iniciációs faktor eif2α foszforilációján keresztül érvényesül. Az ER membránjában leírtak egy másik, az Ire1p-hez hasonló transzmembrán kinázt. A PERK nevű fehérje intraluminális doménje, mely teljesen analóg az Ire1p hasonló doménjével, érzékeli a hibás fehérjék megjelenését. A citoszólban lévő domén protein kináz aktivitású, az eif2α 51-es szerinjét foszforilálja, ami gátolja a transzlációt (Harding et al., 1999). Egy harmadik lehetséges útvonal: az Ire1p humán homológja nem vesz részt az UPR cél-gének aktiválásában, hanem a fehérjeszintézist gátolja a 28S rrns specifikus hasításával (Iwawaki et al., 2001). EOR A fehérjék torlódása az ER lumenben beindítja az ER túltöltés válasznak nevezett jelpályát (7. ábra). Az EOR-t és az UPR-t kiváltó ágensek részben átfedőek, néhány hatás azonban (pl. vírusfertőzés utáni vírusfehérje túltermelés) csak az EOR jelpályát aktiválja. Az ER túltöltése kálcium felszabadulást vált ki, eddig ismeretlen mechanizmussal. A kálcium permeabilitást megváltozását okozhatja a membránban megjelenő idegen fehérjék Ca 2+ -ATPázt gátló hatása, vagy a magasabb fehérje/foszfolipid arány a membránban, vagy a membrán mechanikai feszülésére érzékeny kálcium csatornák megnyílása. Az emelkedett kálcium koncentráció a citoszólban reaktív oxigén intermediereket termelő enzimeket aktivál (pl. ciklooxigenáz, lipoxigenáz). A továbbiakban a jelpálya már közös számos más szignál 8

transzdukciós útvonallal: a reaktív oxigénszármazékok aktiválják az NF-κB nevű transzkripciós faktort, mely beindítja (egyebek közt) az immunválaszhoz szükséges interferon és citokin szintézist. A sémának megfelelően a hatás modellezhető kálcium felszabadulást kiváltó Ca 2+ -ATPáz gátlószerekkel (tapsigargin, ciklopiazonsav), illetve kivédhető Ca 2+ -kelátorokkal és antioxidánsokkal. Az EOR számos emberi betegségben megfigyelhető, így vírusfertőzésekben és a fehérje folding zavaraival járó kórképekben (Alzheimer-kór, cisztikus fibrózis stb). Szterol válasz A koleszterol az ER-ban szintetizálódik, és épül be a membránokba. Az ER-ban található az az apparátus is, mely a sejt koleszterol ellátottságát érzékeli (8. ábra). Koleszterol hiányában (melyet valószínűleg az ER membránban található SCAP fehérje érzékel), a membránban található SREBP (sterol regulatory element binding protein) két lépéses proteolízisen megy át. A proteolízishez a SCAP hozzájárulása szükséges. Az elhasított, aktív SREBP homodimerizálódik, és aktiválja a koleszterol szintézishez szükséges enzimek és más fehérjék génjeinek transzkripcióját (LDL receptor, HMG-KoA szintáz, HMG-KoA reduktáz, szkvalén szintáz stb). ERAD (ER-asszociált degradáció) Az ER minőségellenőrzési rendszere által visszatartott fehérjék eliminálására az ER speciális módszert alkalmaz. Mivel egy proteolítikus rendszer működtetése az ER lumenében veszélyes lehetne a részlegesen vagy egyáltalán nem natív konformációjú fehérjék jelenléte miatt, melyeket egy ilyen rendszer nagy valószínűséggel megtámadna, a degradációra ítélt fehérjéket el kell távolítani a lumenből. A folyamat egyes lépéseit élesztőben írták le. Az élesztő ER citoszól felé néző felszínén enzimek (Ubc6p, Ubc7p) találhatók, melyek az ubikvitin-konjugációt végző enzimek népes családjába tartoznak (l. tankönyv 2-177 ábra). Ezek az enzimek egy kis polipeptidet, az ubikvitint (76 aminosav) kötik a lebontásra kerülő fehérjéhez, melyet így fel tud ismerni a 9

proteaszóma komplex, mely a peptidkötések hidrolízisét végzi (10. ábra). A folyamatnak ez a része nem specifikus az ER fehérjékre. Kérdés, hogyan jut ki a fehérje a membránból vagy a lumenből a citoszólba. Membránfehérjék esetében a proteaszóma komplex borotvaként működve levághatja a citoszól felé néző fragmentumokat. A luminális fehérjék esetében retrográd transzportot kell feltételezni, melyet alátámaszt az, hogy az ubikvitinált fehérjék egy része glikozilált is, tehát már megjárta az ER lumenét. A proteolítikus mechanizmust ezek szerint kiegészíti egy felismerési rendszer a lumenben és egy membrántranszport szisztéma. A következő elemeit ismerjük a teljes rendszernek (9. ábra): Kar2p (BiP): a hibás fehérjék felismerése és kötése a lumenben Sec61p: transzmembrán csatornát képező fehérje, kétirányú transzportot mediál Sec63p: más fehérjékkel együtt a transzport egyirányúsításáért felelős A fehérjék mutációja megszünteti az ERAD működését, de nem jár az élesztősejt életképtelenségével. Humán kórképek az ERAD egyes komponenseinek feltételezett közreműködésével: Számos bakteriális és növényi toxin (pl. Shiga toxin, ricin) endocitózis révén kerül a célsejtbe, ahol a vezikuláris transzporttal eljutnak egészen az ER lumenig. Mivel támadáspontjuk a citoszólban van (28S rrns), át kell transzportálódniuk az ER membránon. Valószínűleg az ERAD szubsztrátjait utánozza a szerkezetük, s így jutnak ki a citoszólba, de az ubikvitinálódást valahogy elkerülik. A cisztikus fibrózis az egyik leggyakoribb, légúti tünetekkel és hasnyálmirigyelégtelenséggel járó genetikai betegség. A kórképben a CFTR klorid csatorna génjének mutációja miatt nem képződik funkcióképes csatorna a plazma membránban. Leggyakrabban a F508 jelű mutáció fordul elő. Érdekes módon ez a mutáció nem eredményezne funkcióképtelen fehérjét, de az ER minőségellenőrzési rendszere felismeri a mutációt és halálra ítéli a fehérjét, mely így nem jut el rendeltetési helyére, a plazma membránba. Az ER minőségellenőrzési rendszerének elégtelen működése szerepet játszhat a prion betegségekben (bovin spongioform encephalitis, scrapie, Creutzfeld-Jakob kór). Ezekben a kórképekben a prion fehéje (PrP), egy 35 kda tömegű agy glikoprotein a patogenezis kiindulópontja. A PrP normál funkciója ismeretlen, a betegség a PrP egy rendellenes izoformájának a megjelenésével és felhalmozódásával függ össze. A PrP különböző topológiai formájú lehet, integrálódhat vagy beékelődhet az ER membránba. Új megfigyelések szerint az egyik transzmembrán forma potenciálisan patogén lehet; normál körülmények között ezt a formát az ER hibajavító rendszere kiküszöböli. Eddig ismeretlen okból ez a kóros forma néha elkerülheti az ERAD mediált degradációt, eljut más poszt-er kompartimentumokba és kiválthatja a betegség tüneteit. 10

Irodalom Cooper GM (1997) The Cell: A Molecular Approach. ASM Press, Washington, USA Subcellular Biochemistry. Vol. 21. Endoplasmic Reticulum. Eds: Borgese N and Harris JR. Plenum Press, New York, 1993 Hirschberg CB, Robbins PW and Abeijon C (1998) Transporters of nucleotide sugars, ATP, and nucleotide sulfate in the endoplasmic reticulum and Golgi apparatus. Annu. Rev. Biochem. 67, 49-69 Abeijon C, Mandon EC and Hirschberg CB (1997) Transporters of nucleotide sugars, nucleotide sulfate and ATP in the Golgi apparatus. TIBS 22, 203-207 Chen Y-T and Burchell A (1995) Glycogen storage diseases. In: Scriver CR, Beaudet AL, Sly WS, Valle D (eds) The molecular bases of inherited diseases, 7 th edition. McGraw-Hill, pp. 935-965 Lin B, Pan C-J and Chou JY (2000) Human variant glucose-6-phosphate transporter is active in microsomal transport. Hum. Genet. 107, 526-529 Marcolongo P., Bánhegyi G., Benedetti A., Hinds C.J., Burchell A.: Liver microsomal transport of glucose-6-phosphate, glucose and phosphate in type 1 glycogen storage disease. J. Clin. Endocrinol. Metab. 83, 224-229, 1998 Bánhegyi G., Csala M., Braun L., Marcolongo P., Fulceri R., Mandl J., Benedetti A.: Evidence for a UDP-glucuronic acid - phenol glucuronide antiport in rat liver microsomal vesicles. Biochem. J. 315, 171-176, 1996 Corbett EF and Michalak M (2000) Calcium, a signaling molecule in the endoplasmic reticulum? Trends Biochem. Sci. 25, 307-311 Pahl HL (1999) Signal transduction from the endoplasmic reticulum to the cell nucleus. Physiol. Rev. 79, 683-701 Hampton RY (2000) Getting the UPR hand on misfolded proteins. Curr. Biol. 10, R518-R521 McCracken AA and Brodsky JL (2000) A molecular portrait of the response to unfolded proteins. Genome Biology 1, 1013.1-1013.3 (http://genomebiology.com/2000/i/2/reviews/1013) 11

Harding HP, Zhang Y and Ron D (1999) Protein translation and folding are coupled by an endoplasmic-reticulum-resident kinase. Nature 397, 271-274 Sidrauski C, Chapman R and Walter P (1998) The unfolded protein response: an intracellular signalling pathway with many surprising features. Trends Cell Biol. 8, 245-249 Iwawaki T. et al. (2001) Translational control by the ER transmembrane kinase/ribonuclease IRE' under ER stress. Nature Cell Biol. 3, 158-164 Bays NW et al. (2001) Hrd1p/Der3p is a membrane-anchored ubiquitin ligase required for the ERassociated degradation. Nature Cell Biol. 3, 24-29 Chevet E et al. (2001) The endoplasmic reticulum: integration of protein folding, quality control, signaling and degradation. Curr. Opin. Struct. Biol. 11, 120-124 Plemper RK and Wolf DH (1999) Retrograde protein translocation: ERADication of secretory proteins in health and disease. Trends Biochem. Sci. 24, 266-270 12

1. ábra 2. ábra 13

3. ábra 4. ábra 14

5. ábra 15

6. ábra 7. ábra 16

8. ábra 9. ábra 17

10. ábra 18