Az RkpM fehérje funkciójának elemzése

Az RkpM fehérje funkciójának elemzése DIPLOMAMUNKA Készítette: PÁLVÖLGYI ADRIENN Biológus hallgató Témavezető: DR. PUTNOKY PÉTER Pécsi Tudományegyetem, Természettudományi Kar Genetikai és Molekuláris Biológiai Tanszék PÉCS, 2004

2 TARTALOMJEGYZÉK 1. IRODALMI ÁTTEKINTÉS 3 1.1. Bevezetés 3 1.2. Nitrogénkötő szervezetek 3 1.3. A szimbiózis kialakulása 4 1.3.1 A Nod faktor 5 1.3.2 A nitrogénkötésért felelős gének 5 1.4. Sejtfelszíni poliszacharidok 6 1.4.1. Az exopoliszacharidok 6 1.4.2. A lipopoliszacharidok 7 1.4.3. A kapszuláris poliszacharidok 7 2. A MUNKA ELŐZMÉNYEI 12 2.1. Spontán mutáns baktériumtörzsek izolálása 12 3. CÉLKITŰZÉSEK 14 4. ANYAGOK ÉS MÓDSZEREK 15 4.1. Baktériumok, bakteriofágok, plazmidok 15 4.2. A baktériumok növesztése 16 4.3. Fágok szaporítása 16 4.4. A baktériumok keresztezése 16 4.5. Fágérzékenységi teszt 16 4.6. Összes DNS izolálás 17 4.7. Plazmid DNS izolálás 17 4.8. Polimeráz láncreakció (PCR) 18 4.9. Fragmentizolálás 18 4.10. DNS szekvenálás 19 4.11. Restrikciós emésztés 19 4.12. Gélelekroforézis 19 4.13. Kompetens sejt készítés 20 4.14. Ligálási reakció 20 4.15. Transzformálás 20 4.16. In vitro transzpozíciós mutagenezis 20 4.17. Bioinformatikai módszerek 21 5. EREDMÉNYEK ÉS MEGVITATÁSUK 22 5.1 Az rkp-4046 mutáció helyének meghatározása 22 5.2. A 16-3 bakteriofág receptor kialakításában részt vesz az RkpM fehérje 23 5.3. Az rkpm 4046 allélban egy missense mutáció található 23 5.4. Újabb mutánsok vizsgálata 26 5.5. Komplementációs kísérlet a receptorfunkció bizonyítására 26 5.6. Az rkpm klónozása egy erős promoter után 29 5.7 Az rkpm expresszió hatása különböző mutáns törzsekben 31 5.8. Az rkpm gén bioinformatikai analízise 32 5.8.1. PLP kötés a DegT/EryC/DnrJ/StrS aminotranszferáz családnál 33 5.8.2. Az RkpM fehérje DNS-kötő domént tartalmaz? 35 5.8.3 A bioinformatikai elemzések eredményeinek értékelése 37 6. ÖSSZEFOGLALÁS 39 7. IRODALMI HIVATKOZÁSOK 40 8. RÖVIDÍTÉSEK 45 KÖSZÖNETNYÍLVÁNÍTÁS 46

3 1. IRODALMI ÁTTEKINTÉS 1.1. Bevezetés A biológiai nirtogénkötés igen fontos szerepet tölt be az ökoszisztémában, része a folyamatos nitrogénkörforgásnak. A folyamatban számos baktérium vesz részt. A lebontó szervezetek által a szerves nitrogén vegyületek ammóniává alakulnak (ammonifikáció), illetve a légkörből nitrogénfixálás során a nitrogéngáz szintén ammóniává redukálódik. A redukált ammónia bizonyos arányát nitrifikáló baktériumok nitráttá oxidálják, mely denitrifikáció segítségével nitrogéngáz formájában újra a légkörbe juthat. A Föld légkörének 78%-át nitrogéngáz alkotja, ennek nagy részét a diazotróf szervezetek biológiai úton redukálják (Burns and Hardy, 1975). A növények egyik alapvető tápanyagforrása a talajból, kötött formában felvett nitrogén (nitrát, nitrit, ammónia). A növényekkel szimbiózist kialakító diazotróf baktériumok a légköri nitrogéngázt redukálják ammóniává, így az együttélés lehetőséget biztosít arra, hogy kimeríthetetlen nitrogén utánpótlásként szolgáljon a gazdanövények számára. 1.2. Nitrogénkötő szervezetek Nitrogénkötésre a cianobaktériumok mellett még néhány, szintén prokarióta szervezet képes. Leghatékonyabban a szimbiózisban élő baktériumok alkalmasak a nitrogénkötésre, de léteznek szabadonélő szervezetek is, mint a Klebsiella, Rhodospirillum, Azotobacter és Clostridium fajok. A szimbiotikus baktériumok a növénytől kapják meg a nitrogénkötéshez szükséges energiát. A cianobaktériumok mindenütt előforduló fotoautotróf prokarióták (Rippka et al., 1979). Ismerünk mind szabadon (Noctoc spp., Chlorogleosis spp.), mind szimbiózisban élő fajokat (Nostoc spp., Chalotrix spp.) (West and Adams, 1997). Ezen szervezeteknél a nitrogénfixálás és fotoszintézis együtt zajlik, de külön differenciálódott sejtekben. A nitrogén fixálása heterociszta sejtekben, a fotoszintézis vegetatív sejtekben történik (Wolk et al., 1994). A Nostoc fajok számos élőlénnyel képesek a szimbiózis kialakítására, úgymint az Azolla moha, a nyitvatermő cikász és a zárvatermő Gunnera növényekkel (Schenk, 1992). A rhizobiumok, a Rhizobiaceae családba tartozó, Gram-negatív, diazotróf talajbaktériumok (Rhizobium, Azorhizobium, Bradyrhizobium, Sinorhizobium, Mezorhizobium), szimbiózist tudnak kialakítani a pillangósvirágú (Fabaceae) növényekkel (Dénairé et al., 1992), illetve a nem pillangósvirágú Parasponia fajokkal (Becking, 1992). A szimbiózis legfejlettebb formája az endoszimbiózis, melyet a rhizobiumok is alkalmaznak, partnerspecifikus módon jön létre. Ebben az esetben egy kölcsönösen hasznos együttélésről van szó (Allen and Allen, 1981). A baktérium megfelelő, redukált

4 nitrogénforrással látja el a növényt, míg a gazdanövény tápanyagot biztosít a baktérium számára. A vizsgálatunk tárgyát képező Sinorhizobium meliloti (régebbi nevén Rhizobium meliloti), szimbiotikus kapcsolatot képes kialakítani a lucerna (Medicago), lepkeszeg (Trigonella) és a somkóró (Melilotus) fajokkal. E különleges baktérium-növény kapcsolat régóta kutatott téma a világon, mind a Sinorhizobium meliloti, mind más rhizobium fajok esetében (pl. Sinorhizobium fredii). 1.3. A szimbiózis kialakulása A rhizobium és pillangósvirágúak közötti szimbiózis létrejöttének mechanizmusa hasonló a patogén baktériumok és az eukarióta sejtek kapcsolódásához (Hentschel et al., 2000). A szimbiózis kialakulása, igen összetett folyamat, mely komplex molekuláris jelcserén alapszik. Első lépésként a gazdanövény különféle, flavonoid típusú vegyületeket bocsájt ki a talajba (Redmond et al., 1986), ami pozitív kemotaxist vált ki (Currier and Strobel, 1974). Ennek hatására a baktériumok feldúsulnak a növény rhizoszférájában. A flavonoidok, melyek molekula szerkezete fajspecifikus (Bladergroen and Spaink, 1998), aktiválják a baktériumsejtekben található un. nodulációs (nod) gének expresszióját, aminek következtében a baktérium a növény felé kiválaszt egy szignált, a Nod faktort (Schultze et al., 1994), mely többek között a szimbiótikus gümő kialakulását indukálja. A fertőzés során a baktériumok a gyökérszőrőkhöz tapadnak (Mills and Bauer, 1985), a tapadást a növény által kiválasztott lectinek biztosítják (Diaz et al., 1989). Ezután történik a gyökérszőrök meggörbülése. A fertőzési helyen a sejtfal leépül és egy sejtfalösszetevőkből álló, újonnan lerakódó, belső csőszerű képlet, az infekciós fonal jön létre, mely folyamatosan növekszik, elágazik (Robertson and Lyttleton, 1982). Ezáltal jutnak el a baktériumok a gyökérszőrsejtektől a gümősejtekig, ahol a növényi sejt citoplazmájába endocitózissal lépnek be. A gümősejt belsejébe került baktériumok peribakteroid membránnal határoltak (Mellor and Werner, 1987). Mialatt a növény gyökerén kialakul a külön növényi szervként funkcionáló gümő (Dudley et al., 1987), a baktériumok fiziológiai és morfológiai változásokon mennek keresztül, egy időleges sejtorganellummá, un. bakteroiddá alakulnak. Miután megtörtént a baktériumok differenciálódása, megindul a nitrogenáz enzimkomplexet kódoló gének expressziója, így a szimbiotikus gümő alkalmassá válik a légköri nitrogén redukálására. A bakteroidok és a növény közötti anyagcseretermékek transzportja a szállítónyalábokon keresztül történik (Newcomb, 1981). A gümőfejlődésnek két típusát ismerjük. Az elkülönítés az állandó merisztéma meglétén, illetve hiányán alapszik (Luyten and Vanderleyden, 2000). Determinált gümő esetében a külső

5 kéregsejtekből indul a fejlődés, a merisztematikus aktivitás megszűnik a gümő kifejlődésével. Determinált gümőt a szója (Glycine max), bab (Phaseolus vulgaris) fajokon kívül más, főleg trópusi pillangósvirágú (Fabaceae) növény tud létrehozni. Indeterminált gümő esetében pedig a belső kéregsejtek állandó merisztematikus aktivitása jellemző, folyamatos növekedést biztosítva ezzel. Az indeterminált gümő, példaként említve a borsó (Pisum sativum), bükköny (Vicia sp.), lucerna (Medicago sp.) növényeknél fordul elő (Hirsch, 1992). A Sinorhizobium meliloti indeterminált, a Sinorhizobium fredii determinált gümőképződést indukál. 1.3.1 A Nod faktor A Nod faktornak fontos szerepe van a szimbiotikus gümő kialakításában, különféle növényi választ vált ki: a gyökér belső kéregsejtjei között dedifferenciáció és mitózis inicializálása, mely során egy új osztódószövet alakul ki, a gümőmerisztéma (Dudley et al., 1987), a növényi gének indukciója, a kálcium oszcilláció (Ehrhardt et al., 1996; Geurts and Bisseling, 2002), a gyökérszőrök görbülése (Catoira et al., 2000), infekciós fonal növekedése (Gage and Margolin, 2000). A nod génekben mutáns baktériumok nem képesek a gümőképződés elindítására (Nod - fenotípus). A nod géneket (psyma megaplazmidon találhatóak) két csoportra oszthatjuk, az egyik csoportba (közös nod gének, noda, nodb, nodc) azok a gének tartoznak, melyek a Nod faktor alapszerkezetének kialakítását végzik, a többi gén (nodfeg, nodh, nodpq) a gazdaspecificitás szempontjából fontos. A növényi szignált (flavonoidok) a NodD fehérje képes felfogni, ez a fehérje aktiválja a többi nod gént, kapcsolódik a nod box-ként ismert konzerválódott szekvenciához. Ezzel ellentétes a represszor hatású, kromoszómán található nolr gén. A két regulátor fehérje (NodD, NolR) biztosítja a nod gének megfelelő szabályozását. A Nod faktor szerkezete egységesen lipo-kitooligoszacharid molekulákból állnak, erre a gazdaspecifitásért felelős gének különböző oldalláncokat helyeznek (Denarie and Debelle, 1996; Mergaert et al., 1997), így a különböző szerkezetű molekulák meghatározzák, hogy a baktérium mely növényt képes megfertőzni. A Nod faktor szekréciójáért a nodij gének felelősek. 1.3.2 A nitrogénkötésért felelős gének A nitrogénkötés megfelelő létrejöttéhez alacsony oxigén tenziójú (mikroaerofil) környezetre van szükség, ezt a növényi citoszolban lokalizálódó leghemoglobin molekula biztosítja. A késői bakteriális gének közé tartoznak a nif és bizonyos fix gének. A nitrogénfixáláshoz szükséges nitrogenáz enzimkomplex egyes részeit a nifhdk gének kódolják (Fischer, 1994). A nifh gén a homodimer Fe protein (dinitrogenáz reduktáz)

6 szintéziséért, a nifd a " 2 $ 2 szerkezetű dinitrogenáz " alegység, míg a nifk a $ alegység kialakításáért felelős (Postgate, 1972). Továbbá a nife, nifn, nifb gének a FeMo kofaktor szintézisét végzik (Dean et al., 1993), valamint a nifa génnek, mely egy transzkripciós aktivátor fehérjét kódol, a nitrogénfixálás szabályozásában van szerepe a fixlj, fixk génekkel együtt. Az enzimkomlpex felé történő elektrontranszport biztosítását a fixabcx gének végzik (Earl et al., 1987). A nagy oxigén affinitású, memránba ágyazott, bakteriod specifikus citokróm oxidáz komplexet a fixnoqp gének kódolják (Preisig et al., 1993). Alacsony oxigén koncentráció esetén a szabályozó és szenzor funkciójú fixlj gének aktiválják a fixk és nifa regulátor gént, ezáltal megindul a nif operon és több fix gén expressziója (David et al., 1988). A nif és fix gének regulációját alapvetően a nitrogéngáz és az oxigén koncentrációja határozza meg. 1.4. Sejtfelszíni poliszacharidok A rhizobiumok sejtfelszíni poliszacharidjai kulcsszerepet játszanak a szimbiózis kialakulásának lépéseiben: az infekciós fonal növekedésében, a gümő inváziójában, és a gazdaspecificitásban (Reuhs et al., 1998), valamint megvédik a baktériumot a környezeti ártalmakkal szemben. Hasonló szerkezetű sejtfelszíni struktúrákat a patogén baktériumoknál is találunk, ahol a patogenitást határozzák meg (Reuhs et al., 1993). A S. meliloti sejtfelszíni poliszacharidjai sok más Gram-negatív baktériumhoz hasonlóan az exopoliszacharid (EPS), lipopoliszacharid (LPS) és a kapszuláris poliszacharid (KPS) (Kannenberg and Brewin, 1994). A poliszacharidok szimbiózisban betöltött szerepére különböző baktérium mutánsok vizsgálatával derítettek fényt, ilyenek a gümő inváziójára képtelen, infekcióban hibás (Inf - ) baktérium mutánsok, melyek el tudják indítani a gümőfejlődést, de nem képesek bejutni a belsejébe, üres gümők keletkeznek. 1.4.1. Az exopoliszacharidok A Rhizobium spp. által termelt exopoliszacharidoknak (EPS) két féle típusát ismerjük. Az egyik típus EPSII néven ismert, glükózt és galaktózt tartalmazó, diszacharid egységekből felépülő galaktoglükán. A másik típus a S. meliloti által is termelt EPSI (másnéven savas EPS) (Fraysse et al., 2003), amely egy szukcinoglükán egységekből álló heteropolimer, mely a sejt felszínén akkumulálódik, és a sejt környezetébe szekretálódik. A szukcinoglükán hét glükóz és egy galaktóz molekulát tartalmazó, ismétlődő alegységekből épül fel (Reuber and Walker, 1993). Az alegységeken szukcinil, acetil és piruvil módosításokat tartalmaz. Savas jellegét az uronsav, szukcinát, piruvát elemek jelenlétének köszönheti. A szukcinoglükán poliszacharid

7 szintézise négy lépésből áll, melyért a psymb megaplazmidon elhelyezkedő exo gének felelősek. Első lépésként, az UDP-glükóz és UDP-galaktóz szintézise történik (pl. exob,c,n), majd egy sejtmembránba ágyazott lipid hordozó felszínén zajlik az ismétlődő oktoszacharid alegység szintézise nukleotid-cukorból (exof,j,a,l,m,n,o,u). Következő lépésben az alegységek módosítása (szukcinil exoh, acetil exoz, piruvil exov), majd legvégül az oktoszacharid alegységek polimerizációja, és a sejtfelszínre való transzfere történik (exop,t,q) (Leigh and Walker, 1994). Az exopoliszacharidnak alapvetően a nitrogénfixáló gümő létrehozásában, az infekciós fonal kialakulásában van meghatározó szerepe (Cheng and Walker, 1998; Gonzáles et al., 1998). Sok exopoliszacharid termelésében hibás S. meliloti törzs nem képes a növény inváziójára (Exo -, Inf - fenotípus), mert az infekciós fonalak abortálódnak a fejlődő gümő sejtjeinél (Müller et al., 1988). 1.4.2. A lipopoliszacharidok A lipopoliszacharidok (LPS) a Gram-negatív baktériumok sejtfelszínének fontos alkotóelemei, a külső membránhoz kapcsolódva helyezkednek el. A Rhizobium fajok konzerválodott szerkezetű LPS-el jellemezhetőek (Reuhs et al., 1998). Szerkezetileg három egységre bonthatók. A külső foszfolipid membránba egy un. horgonyzó molekulával, a lipida egység segítségével rögzülnek. A horgonyzó egység különböző szerkezetű lehet a Rhizobium fajokban (Reuhs et al., 1995). Ehhez kapcsolódik egy úgynevezett core oligoszacharid, melyhez a törzsspecifikus O-antigén kötődik (Kannenberg and Brewin, 1994). A lipida és a core oligoszacharid egységeket közösen az LPS rough (R-LPS) formájának nevezzük, míg az O-antigén egységet tartalmazó formát smooth LPS-nek (S-LPS) hívjuk. A S. meliloti LPS mutánsok szimbiózisra képesek a gazdanövénnyel, de a szimbiótikus kapcsolat lassabban alakul ki, mint a vad típusú baktériumok esetében (Lagares et al., 1992). Léteznek olyan baktérium törzsek is, mint például a S. meliloti 41 törzs, melyeknél az LPS nem játszik fontos szerepet a fertőzésben, vagy más struktúra veszi át a szerepét, itt az R-LPS forma hiányozhat. Más rhizobium fajoknál azonban sok esetben előfordul, hogy csak az LPS bizonyul lényeges tényezőnek, míg a többi (KPS, EPS) nem (Kannenberg and Brewin, 1994). 1.4.3. A kapszuláris poliszacharidok Léteznek olyan rhizobiumok, melyek nem termelik egyik formájú exopoliszacharidot sem, mégis szimbiózist tudnak kialakítani bármely gazdanövénnyel. Ennek oka az, hogy ezek a baktériumok olyan rhizobiális kapszuláris poliszacharidot (KPS vagy K-antigén) termelnek, mely átveszi az exopoliszacharid szerepét a szimbiózis kialakításában, ilyen baktérium a S.

8 meliloti 41 törzs exob mutánsa (más néven AK631 - Petrovics et al., 1993; Putnoky et al., 1990). A KPS, mint egy kapszula veszi körül a baktérium sejtet, hidrát mátrixot alkot, amely rezisztenciát biztosít egyes bakteriofágokkal szemben, és védi a különféle abiotikus tényezőktől, mint a kiszáradás. Fontos a szimbiótikus felismerés korai szakaszában (Becquartde Kozak et al., 1997) A lipopoliszacharid egy konzerválódott szerkezetű poliszacharid, ezzel ellentétben a KPS törzsspecifikus, sok variánsa fordul elő (Forsberg and Reuhs, 1997; Reuhs, 1997). A KPS nem rendelkezik horgonyzó molekulával, hanem szorosan kapcsolódik a baktérium felszínéhez. A K-antigén széleskörben elterjedt a talajbaktériumokban, rhizobiumokban először a Sinorhizobium fredii USDA205 törzsben izolálták (1.ábra) és kiderült, hogy strukturálisan analóg az E. coli II-es csoportba tartozó K-antigénjével, ahol a patogenitásban van szerepe (Reuhs et al., 1993; Rosenow et al., 1995). 1. ábra: A S. fredii USDA205 törzs K R 1 antigén ismétlődő egységének (Kdops) elsődleges szerkezete (Reuhs et al., 1993). A rhizobiumok KPS molekulái (1. táblázat) tartalmaznak megegyező és eltérő egységeket, közös elemek a hexóz és 1-karboxy-2-keto-3-deoxy cukrokból álló ismétlődő egységek, mint a sziálsav vagy a 3-deoxy-D-manno-2-oktulozonsav (Kdo), különböznek a glikozil alegységek elrendezésében, a térszerkezetükben, a kapcsolódó oldalláncok mintázatában, molekula méretben (Forsberg and Reuhs, 1997). A S. meliloti és S. fredii baktériumok K-antigénjei, Reuhs és munkatársai által igen jól jellemzett poliszacharidok. A S. meliloti AK631 törzse K R 5 antigén néven ismert kapszuláris poliszacharidot termel. A K R 5 antigén diszacharid alegységekből épül fel. Az alegység egy glükuronsavból és egy 5,7- diamino-3,5,7,9-tetradeoxi nonulozonsavból áll, melyen 7-N-acetil és 5-N-β-hidroxibutiril módosítások is találhatók (Reuhs et al., 1998; Reuhs és Glushka, nem közölt eredmények). Az elmúlt évek kutatásai során három régiót azonosítottak az S. meliloti 41 törzsben, melyek a KPS bioszintéziséért felelősek (rkp-1, rkp-2, rkp-3 régiók).

9 1. táblázat: A K-antigén szerkezete néhány Rhizobium fajnál (Reuhs et al., 1998). Pse: pseudaminsav, Ac: acetil csoport, $-OH-But: $-OH-Butiril csoport. K-antigén Törzs Molekuláris szerkezet Hivatkozás K R 1 S. fredii USDA205 [ 3-"-D-Galp-(1 5)-$-D-Kdop-(2 ] n Reuhs et al., 1993 K R 3 S. fredii USDA257 [ 3)-$-D-Manp-(1 5)-$-D-Kdop-(2 ] n Forsberg and Reush 1997 K R 5 S. meliloti AK631 [ $-GlcA Pse5N($-OH-But)7NAc ] n Reuhs nem közölt eredm. K R 6 S. meliloti NGR247 [ "-Glc "-NeuNAc ] n Reuhs et al., 1998 K R 7 S. meliloti NGR185 [ $-GlcNAc $-Kdo ] n Reuhs et al., 1998 Az rkp-1 régióban 10 gén található (rkpa-j). A gének nagy része olyan fehérjéket kódol, melyek hasonlóak a különböző zsírsavszintézisben részt vevő enzimekkel, ezek a fehérjék a lipofil molekulák módosításában és szállításában játszanak szerepet (Kiss and Kondorosi, 1997; Petrovics et al., 1993). Az említett gének feladata a feltételezések szerint, hogy a K- antigén bioszintéziséhez szükséges lipid hordozót létrehozzák. Az RkpJ fehérjének a kapszuláris poliszacharid transzportjában lehet szerepe, mert az E. coli KpsS fehérjéjével homológ. Ha mutáció történik az említett génekben, akkor a KPS nem jelenik meg a baktérium felszínén. Az rkp-1 régióban nincsenek olyan gének, melyeknek a cukoralegységek bioszintézisében vagy a KPS polimerizációjában lenne szerepe. Az rkp-2 régióban két olyan gén található, melyek a vad típusú LPS kialakításához szükségesek. Az lpsl gén által kódolt fehérje egy UDP-glükuronsav epimeráz, mely a lipopoliszacharid bioszintézisében fontos. A másik fehérje, az RkpK egy UDP-glükóz dehidrogenáz, amely az UDP-glükóz UDP-glükuronsavvá oxidálását katalizálja. Az RkpK fehérje az LPS és a KPS bioszintézisében is fontos (Kereszt et al., 1998). A psymb megaplazmidon található rkp-3 régióban 10 gént (rkpl-z) azonosítottak (Kiss et al., 2001), melyek pontos funkciója homológiák alapján feltételezett, még kísérletesen nem bizonyított (2. táblázat). Az rkp-1 és rkp-2 régió általánosan előfordul a Sinorhizobium genusban, ezzel szemben az rkp-3 régió csak a S. meliloti 41 törzsben található meg. A KPS bioszintézisért, és a sejtfelszínre való exportálásáért, valamint a növény infekciójáért felelősek. Az egy policisztronos operont alkotó rkpl-q gének között vannak olyan gének, melyek homológiát mutatnak különféle transzferáz enzimet kódoló génekkel (például: rkpm, rkpo, rkpp). Feltételezett funkciójuk a cukor prekurzorok bioszintézise a KPS polimer számára. Transzkripciójuk független a fordított orientációval rendelkező rkpr, rkpt, rkps génektől. E három gén feladata valószínű az, hogy a KPS polimert transzportálják a citoplazmából a sejtfelszínre. Az rkpt és rkps olyan szekvencia motívummal rendelkeznek, mely specifikus az

10 ABC transzporter családban. A régió utolsó génje a polymerizáció szabályozását biztosító rkpz, melyet korábban lpsz génként azonosítottak (Brzoska and Signer, 1991). Az RkpZ fehérje homológ az E. coli KpsC fehérjéjével, melyről tudjuk, hogy befolyása van a termelt KPS méretére és exportjára (Reuhs et al., 1995). 2. táblázat: Az rkp-3 régióban található gének feltételezett szerepe. A táblázatban feltüntettük a homológ fehérjék bizonyított vagy feltételezett funkcióját, valamint azokat a szervezeteket, melyekben az adott homológ fehérje található. rkp-3 gén Feltételezett szerep Homológ fehérje Homológ szervezet Homológ fehérje szerepe rkpl dntp-hexóz-dehidratáz / epimeráz Jhp0778 Cap5E FlmA Helicobacter pylori Staphylococcus aureus Aeromonas caviea Cukor-nukleotid szintézis UDP-glükóz epimeráz O-antigén bioszintézis rkpm DegT/DnrJ/EryC/StrS aminotranszferáz FlmB SpsC WlbF Aeromonas caviae Methanococcus janaschii Bordatella bronchiseptica O-antigén bioszintézis Poliszacharid szintézis Amino-cukor szintézis rkpn Pse aktiválás NeuA NeuA KpsU Aeromonas caviae E. coli E. coli O-antigén bioszintézis CMP-NeuNAC szintáz CMP-KDO szintáz rkpo transzferáz FlmD FlaR SpsG/H Aeromonas caviae Caulobacter crescentus Methanococcus janaschii O-antigén bioszintézis Flagelláris protein Poliszacharid szintézis rkpp acetiltranszferázok FlaG SpeG Caulobacter crescentus E.coli Flagelláris protein Acil transzferáz rkpq Pse szintézis NeuB NeuB NeuB Aeromonas caviae Helicobacter pylori E.coli O-antigén bioszintézis Sziálsav szintáz NeuNAC kondenzáció rkpr KPS export a periplazmatikus téren keresztül KpsE BexC CtrB E.coli Haemophilus influenzae Neisseria meningitidis KPS export protein rkps ABC transzporter KPS export a sejtmembránon át KpsT BexA CtrB E.coli Haemophilus influenzae Neisseria meningitidis KPS export protein rkpt ABC-2 típ.transzporter KPS export a sejtmembránon át KpsM BexB CtrC E.coli Haemophilus influenzae Neisseria meningitidis KPS export protein rkpz Lánchosszúság meghatározása LpsZ KpsC LipA R. meliloti E. coli Neisseria meningitidis LPS modifikáció KPS export protein KPS modifikáció rkpy Poliszacharid szintézis - Nincs homológja

11 Az előzőekben ismertetett poliszacharidok fontos feladatot töltenek be a baktériumnövény szimbiózis kialakulásában, a baktérium külső környezeti tényezők elleni védelmében. Az EPS és KPS szerkezete nagymértékben különbözik, mégis azonos szerepet töltenek be a szimbiózisban, a S. meliloti AK631 törzsnél az EPS feladatát a kapszuláris poliszacharid veszi át. Ismeretes, hogy a baktérium és a gazdanövény közötti kapcsolat igen specifikus a poliszacharidok tekintetében is. Az, hogy alapvetően eltérő szerkezetű poliszacharidok helyettesíteni képesek egymást az invázió folyamatában arra utal, hogy a növény több független mechanizmussal is felismerheti a baktériumot.

12 2. ELŐZMÉNYEK A szimbiózis kialakulásában különböző növényi, illetve bakteriális gének játszanak szerepet. Ezen gének egy részet már számos kutatócsoport jellemezte. A növény inváziójához szükséges bakteriális gének funkciójáról viszonylag még keveset tudunk, ezért az említett folyamat pontosabb megismerése érdekében, jónéhány infekcióban hibás (Inf - ) S. meliloti mutánst izoláltak, jellemeztek már, melyek nem képesek bejutni a növény belsejébe, így a szimbiózis kialakulása elakad a gümőfejlődés korai fázisában. Az Inf - fenotípusú mutánsokkal történő fertőzés során üres gümők jönnek létre, segítségükkel sikerült kimutatni, hogy a szimbiózis kialakulásának ebben a szakaszában a baktérium különböző poliszacharidjainak fontos szerep jut. Ezen kívül kimutatták, hogy a funkcionális gümő képződéséhez nélkülözhetetlen az EPS, illetve KPS valamelyikének jelenléte (Walker, 1992). A S. meliloti AK631 törzs például EPS-t nem termel, mégis képes szimbiózist kialakítani a gazdanövényeivel, mivel a törzs által termelt KPS helyettesíteni tudja az exopoliszacharidokat a gümőfejlődés során (Putnoky et al., 1990; Petrovics et al., 1993). Bizonyos vizsgálatok, melyeket több S. meliloti törzsön végeztek arra utalnak, hogy a KPS-nek akár elsődleges szerepe is lehet az infekciós folyamatban (B. Reuhs személyes közlés). Munkánkban szerettük volna jobban megismerni a KPS endoszimbiózisban betöltött szerepét. Konkrétan arra voltunk kíváncsiak, hogy létezik-e olyan funkcionális molekularészlet, bioszintézisben bekövetkező utólagos módosítás a KPS-t illetően, melynek hiányában a szimbiózis az infekciós lépésben elakad. Az EPS esetében már végeztek kísérletet ennek bizonyítására (Leigh et al., 1985). A kapszuláris poliszacharid szerkezetének gazdaspecifikus vonatkozásainak megismeréséhez olyan mutáns baktériumtörzsek izolálására volt szükség, melyek felszínén a KPS kismértékben módosult. Ezen fenotípust okozó genetikai mutáció(k) helyének pontos behatárolásával a feltételezett gazdaspecifitásért felelős gén(ek) meghatározhatók. 2.1. Spontán mutáns baktériumtörzsek izolálása Előzetes információk alapján tudtuk, hogy több Inf - S. meliloti mutáns, mely nem termelt exopoliszacharidot, rezisztenciát mutatott a 16-3 fággal szemben (Putnoky et al., 1988). Gyanítani lehetett, hogy az Inf - fenotípusú törzsek (mint az AK631 törzs is), az invázióra képtelen tulajdonságuk mellett, a fággal szemben mutatott rezisztenciájukat is a KPS hiányának vagy hibájának köszönhetik. Következésképpen, a poliszacharid bioszintézise és a

13 fágreceptor jelenléte, nagy valószínűséggel összefügg. Ezen információkból kiindulva feltételezték azt, hogy a KPS-molekula egyúttal receptorként szolgálhat a 16-3 fág számára (Petrovics et al., 1993; Putnoky et al., 1990). Munkánkban olyan baktérium-mutánsokra volt szükség, melyek felszínén a KPS módosult formában van jelen. Ennek érdekében csoportunkban olyan mutánsizolálási eljárást alkalmaztak (Hoffman Gyula munkája), melynek során a S. meliloti 41 törzsre specifikus 16-3 bakteriofágot alkalmazták szelekciós eszközként. Az RM41 törzsből izolált mutációk azonosítása az un. host-range jelenség segítségével történt. A fág baktériumfelszínt felismerő fehérjéjét kódoló gén mutációja révén alakul ki a host-range (gazdaspecifitási) mutáció. Ha egy fágra rezisztenssé vált baktérium-mutánson lehetséges host-range fágmutánst izolálni, akkor a baktérium mutáns felszínén a fágreceptor jelen van, de feltehetően módosult formában. Mivel a jelenség lehetővé teszi host-range fágmutánsok adszorbcióját, ezért valószínű, hogy finom szerkezetbeli változás történhetett. Ezen kísérlet elvégzésével sikerült olyan baktérium mutánst izolálni (GH4046 törzs), mely rezisztens volt a 16-3 fággal szemben, tehát feltételezhetően a KPS megváltozott formában van jelen a sejtfelszínen. Ezzel párhozamosan, sikerült izolálni egy feltehetően módosult farkirosttal rendelkező host-range fágot (16-3 h 5 ), mely fertőzni képes az izolált baktériumot.

14 3. CÉLKITŰZÉSEK A munkánk célja az volt, hogy komplementációs kísérletekkel azonosítsuk az izolált mutáció(k) helyét, valamint megállapítsuk a mutáció(k) jellegét bázissorrend meghatározással, mely megmutatja milyen változás történt DNS, illetve fehérje szekvencia szinten. Kíváncsiak voltunk, hogy a KPS valóban fágreceptor szerepet is betölthet, vagy valamilyen más struktúra látja el a feladatot, mely kapcsolatban van a KPS génjeivel. Ez utóbbi esetben tudni szerettük volna, hogy a fágreceptor milyen módon épül fel és mely fehérjék alkotják. A fágreceptor szerkezetét meghatározó gén(ek) azonosítható(k) a mutáció(k) helyének pontos behatárolásával. Amennyiben a fágreceptor valóban a KPS, úgy ezzel a módszerrel még ismeretlen bioszintézis-gének azonosítására is lehetőség nyílhat. Ezen kívül, minél többet szerettünk volna megtudni az érintett gén(ek) funkciójáról, természetéről bioinformatikai analízis segítségével. A GH4046 törzsön izolált host-range fág (16-3 h 5 ) oldalán is elindult a jelenség vizsgálata a csoportunkban (Békási Krisztina, illetve Maász Anita diplomadolgozata, 2004.).

15 4. ANYAGOK ÉS MÓDSZEREK 4.1. Baktériumok, bakteriofágok, plazmidok Munkánk során használt baktérium és bakteriofág törzsek, valamint plazmidok jellemzőit a 3. táblázat tartalmazza. 3. táblázat: Baktériumok, bakteriofágok, plazmidok. ELNEVEZÉS JELLEMZŐK REFERENCIA Sinorhizobium meliloti RM41 S. meliloti vad típusú (Exo +, Nod +, Fix + ) Szende K. AK631 RM41 exob631 (Nod + Fix + ) Kondorosi Á. GH4046 RM41 16-3 fágra rezisztens, spontán mutáns Hoffmann Gy. GH4178 RM41 16-3 fágra rezisztens, spontán mutáns Hoffmann Gy. GH4180 RM41 16-3 fágra rezisztens, spontán mutáns Hoffman Gy AT212 AK631 rkpm::tn5 (212) Km R Sm R Kiss et al., 2001 Escherichia coli JF1754 met leu his hsr - hsm + Friesen, J PP219 JF1754 (prk2013) Putnoky P. AV4189 AV4190 XL1 Blue pbs::rkpm Kpn-Sal Amp R Ez a munka AV4191 AV4223 XL1 Blue psem91::rkpm EcoRV Km R Ez a munka AV4258 XL1 Blue (pav4223 Km::Cm(F-778)) Km S Cm R Ez a munka XL1 Blue RecA1,endA1,gyrA96,thi-1, hsdr17,supe44,rela1 Bullock et al., 1987 lacz M15 Tc R JM109 F trad36 proa + B + laci q (lacz)m15 / e14 - Yanisch-P et al., 1985 (McrA - ) (lac-proab) enda1 gyra96 (Nal r ) thi-1 hsdr17(r - k m + k ) glnv44 rela1 reca1 Bakteriofágok 16-3 S.meliloti 41 törzs fágja Orosz and Sik, 1970 16-3 h 5 S.meliloti GH4046 törzsre specifikus host-range mutáns Hoffmann Gy. Plazmidok pbluescript SK II (+/ ) Amp R Stratagen, USA pbbr1 MCS-3 Széles gazdaspecifitású konjugatív plazmid Tc R Kovach et al., 1994 psem91 Expressziós vektor Km R Semsey et al., 1999 prk2013 Helper plazmid keresztezéshez Km R Ditta et al., 1980

16 4.2. A baktériumok növesztése A S. meliloti törzseket TA (Orosz et al., 1973) vagy GTS (minimál) (Kiss et al., 1979) táptalajokon 32 o C -on, az E. coli törzseket pedig LB (Sambrook et al., 1989) tápközegben 37 o C-on növesztettük. A táptalajok a megfelelő antibiotikumot a 4. táblázatban feltüntetett végkoncentrációban tartalmazták. 4. táblázat: Az antibiotikumok végkoncentrációja (:g/ml) Antibiotikum E. coli S. meliloti Tetraciklin 15 15 Kanamicin 30 200 Kloramfenikol 5 5 Ampicillin 200 -- 4.3. Fágok szaporítása A felszaporítani kívánt fág egy tarfoltját 10 ml TA folyadékba tettük, és 0,2 ml éjszakán át felnövesztett baktériumtörzs hozzáadása után a lombikot 32 C-on, 12-24 órán át rázattuk. A fáglizátumhoz néhány csepp kloroformot adtunk, majd meghatároztuk a fágszámot úgy, hogy 0,1 ml megfelelően hígított fágot, 0,2 ml éjszakán át felnövesztett baktériumot és 4ml TA fedőagart összekeverve TA lemez tetejére rétegeztünk. A lemezeket 12-24 órán át 32 Con történő inkubálás után értékeltük ki. A fáglizátumok általában 10 9 részecskét tartalmaztak milliliterenként. 4.4. A baktériumok keresztezése A keresztezni kívánt baktériumokat és a helper (PP211) törzset felnövesztettük a megfelelő antibiotikumokat tartalmazó komplett táptalajon. A keresztezést 0.9%-os NaCloldatban felszuszpendált baktériumokkal végeztük, TA lemezen összecseppentve őket. 16-24 órás 32 o C -on történő inkubálás után a felnőtt baktériumokat felszuszpendáltuk, és a megfelelő antibiotikumot tartalmazó szelektív lemezre kentük különböző hígításban. 4.5. Fágérzékenységi teszt A baktériumok fágérzékenységét 16-3 vad típusú, 16-3h 5 host-range mutáns bakteriofágokkal szemben vizsgáltuk. A vizsgálni kívánt baktériumot tartalmazó TA fedőagar felszínére 1 µl, körülbelül 10 6 darab fágot tartalmazó lizátumot cseppentettünk, és 24 órás inkubációs idő után vizsgáltuk, hogy bekövetkezett-e a lízis vagy sem.

17 4.6. Összes DNS izolálás 1.5 ml, éjszakán át növesztett, baktériumkultúrából a sejteket centrifugálással ülepítettük és 300 µl TE oldatban (50 mm TrisHCL, 20 mm EDTA, ph 8,0) szuszpendáltuk. 100 µl 5% SDS-t tartalmazó TE oldatot és 100 µl pronáz oldatot (2,5 mg/ml pronáz TE oldatban) adtunk hozzá. 1-3 órás 37 o C-os inkubálás után 500 µl fenollal ráztuk össze, majd centrifugálás után a felülúszót újabb Eppendorf-csőbe pipettáztuk át. 500 µl fenol:kloroform oldattal (25 térfogat fenol:24 térfogat kloroform:1 térfogat izoamil-alkohol) ráztuk össze. Centrifugálás után a felülúszóhoz 500 µl kloroform oldatot (24 térfogat kloroform:1 térfogat izoamil-alkohol) adtunk, összeráztuk és centrifugáltuk. A vizes fázist 1000 µl etanollal kicsaptuk. A kocsonyás csapadékot új, 500 µl 70%-os etanol tartalmú, eppendorf csőbe tettük át pipettahegy segítségével. Centrifugálás után a felülúszót leöntve, szárítást követően, a DNS csapadékot 100 µl steril desztillált vízben oldottuk fel (Meade et al., 1982 ). A psem91 plazmid vektorba történő rkpm inszert beépülésének tesztelésére gyors DNS izolálási technikát használtunk. A vizsgálni kívánt baktériumot felszuszpendáltuk 100µl steril desztillált vízben, 5 percig 100 C-on forraltuk, majd 5 percig 0 C-on inkubáltuk. Ezután a mintát 5 percig centrifugáltuk, majd a felülúszót új csőbe pipettáztuk és higítottuk (10x). 4.7. Plazmid DNS izolálás A plazmid vagy kozmid DNS-t E. coli esetén 3-3 ml LB tápfolyadékban, S. meliloti esetén pedig TA tápfolyadékban, a megfelelő antibiotikum jelenlétében éjszakán át növesztett sejtekből Ish-Horowicz és Burke (Ish-Horovicz and Burke, 1981) szerint alkalikus lízissel preparáltuk. 1.5 ml kultúrát Eppendorf-csőbe tettünk és a sejteket centrifugálással ülepítettük. A sejteket 100 µl TEG oldatban (25 mm TrisHCL, 10 mm EDTA, 50 mm glükóz ph 8.0) szuszpendáltuk fel. A feltárást óvatos keverés mellett 200 µl NS oldat (0.2N NaOH, 1% SDS) hozzáadásával végeztük. A mintákat 5 percig 0 C-on inkubáltuk, majd erős rázással 160 µl jéghideg Na-acetát oldatot (3M, ph 4.8) adtunk hozzájuk. 5 perces 0 C-os inkubáció után 5 percig centrifugáltuk, és a felülúszóból 400 µl izopropanollal kicsaptuk a plazmid DNS-t. 10 perc -20 C-os inkubáció után a csapadékot lecentrifugáltuk és szárítottuk. A csapadékot 100 µl Tris-pufferben (50 mm TrisHCL, 100 mm Na-acetát, ph 8.0) oldottuk fel, majd 200 µl etanollal ismét kicsaptuk. 10 perc 0 C-os inkubáció után a csapadékot centrifugáltuk, szárítottuk, majd 30 µl RNáz-os trideszt vízben (100 µl/ml RNázA) oldottuk fel.

A szekvenáláshoz és a transzpozíciós in vitro reakcióhoz készített preparátumoknál további tisztítási lépést iktattunk be. A plazmid DNS izolálálás végén 50 µl RNáz-os desztillált vízben vettük fel a csapadékot, majd 0.1 térfogat 10% SDS és 1 térfogat 7,5 M NH 4 -acetát után 15 percig inkubáltuk jégen. Ezután centrifugáltuk 5 percig és a felülúszót új csőbe pipettáztuk, ehhez 0,6 térfogat izopropanolt adtunk és -20 C -ra tettük 20 percig. Az inkubálás után etanolos mosás, és szárítás következett. A csapadékot 40 µl steril desztillált vízbe vettük fel. 4.8. Polimeráz láncreakció (PCR) Az rkpm gént magába foglaló, illetve ennek egy részét tartalmazó DNS-szakaszt sokszoroztuk meg polimeráz láncreakció segítségével. A felhasznált oligonukleotidokat az 5. táblázat tartalmazza. DNS szekvencia meghatározáshoz az rkpm 4046, illetve rkpm 4178 allélt magába foglaló DNS szakaszt az RM-15 és RM-13 primerekkel, valamint az alábbiakban részletezett RKP-M program alkalmazásával amplifikáltuk (1625 bp). A klónozáshoz használt rkpm allél felsokszorozásához ugyanezen primereket, és a valószínűsíthetően jobb hatásfokkal tompa végeket létrehozó Pfu DNS-polimerázt alkalmaztuk (RKP-M1 program). A psem91 plazmid vektorba történő rkpm inszert beépülésének tesztelésére két belső primert (RM-23, RM-25) használtunk fel, melyekkel 1% agaróz gélen is könnyen detektálható (558 bp) fragmentet kaptunk (RKP-M2 program). Az alábbi PCR-programokat alkalmaztuk: RKP-M RKP-M1 RKP-M2 1. 1 min. 94 C 1. 1 min 95 C 1. 1 min. 94 C 2. 30 sec. 94 o C 2. 1 min 95 C 2. 30 sec. 94 o C 3. 30 sec. 62 o C 3. 30 sec. 62 o C 3. 30 sec. 59 o C 4. 1 min. 72 o C 4. 3 min 72 o C 4. 1 min. 72 o C 5.34 a második lépésre 5. 34 a második lépésre 5.34 a második lépésre 6. 30 sec. 20 o C 6. 5 min 72 o C 6. 30 sec. 20 o C 7. End 7. 1 min 20 o C 7. End 8. End 4.9. Fragmentizolálás A PCR terméket agaróz gélelektroforézis segítségével tisztítottuk. Az izolálni kívánt fragment elé a gélbe Whatman DE 81 papírt tettünk és 20 perces 60V feszültség melletti elektroforézis után az izolálandó fragment a papírra került. A papírt eppendorf csőbe tettük, és a DNS-t 100 µl 1M NaCl oldattal mostuk le, kétszer egymás után. A DNS kicsapása 20 µl 3M Na-acetát oldattal (ph 7,0) és 120 µl izo-propanollal történt. 20 perces -20 o C-os inkubálás után lecentrifugáltuk, szárítottuk és 20 µl steril desztillált vízben oldottuk fel a csapadékot. 18

19 4.10. DNS-szekvenálás Az izolált PCR fragmenteket, DNS szekvencia meghatározás céljából a MTA Szegedi Biológiai Központ DNS Szekvenáló Laboratóriumába küldtük el. A szekvenálási reakcióhoz felhasznált oligonukleotidok fő jellemzőit az 5. táblázat foglalja össze. 5. táblázat: A szekvenálási reakcióhoz felhasznált oligonukleotidok Oligonukletid neve Nukleotidszekvencia Számított Tm ( o C) RM-15 primer 5 - GCATTAGGCCCGGGGAGAAGC -3 62,4 RM-13 primer 5 - CAGGCCGAAGGAACGGAACCTC -3 62,0 RM-25 primer 5 - CGAGCCAAGGTGGACTTCGTT -3 59,4 RM-23 primer 5 - CAGGCCGGAATAGCTGTCAGG -3 59,5 RM-35 primer 5 - CTGGCTCGGCGATATGATAAG -3 54,9 RM-33 primer 5 - AGCGAAATGCACGAGCACAAC -3 59,0 4.11. Restrikciós emésztés, kettős emésztés A DNS minták restrikciós emésztését Sambrook és mtsai szerint végeztük. (Sambrook et al., 1989). A kettős emésztés esetén, az első enzimreakció után a minta DNS tartalmát kicsaptuk 0,1 térfogat 3M Na-acetát (ph=7) és 2 térfogat et-oh (96%) hozzáadásával, és min. 20 percig inkubáltuk -20 C-on, majd 5 perc centrifugálás és 70% et-oh mosás, szárítás után 30µl steril desztillált vízbe vettük fel. Ez után végeztük el a második enzimreakciót. 4.12. Gélelekroforézis A fragmentek elválasztására 1%-os agaróz gélt használtunk. Az elválasztásra szánt DNS mintához, az alábbiakban leírt összetételű STOP-oldatot adtunk (5xSTOP-ból a végtérfogat 1/5-ét). A gélelektroforézist minigél esetében 60V-on, fragmentizolálásnál 40V-on végeztük. Kontrollként, PstI enzimmel emésztett, λ DNS-t alkalmaztunk. 1%-os agaróz gél: 1 g agaróz, 100 ml 1xTBE puffer, 100 µl etidium-bromid (100 µg/ml). 5xSTOP 20 ml-hez: 2 g ficoll, 10 ml 0,5 M EDTA (ph 8,0), 40 mg brómfenolkék (BFB). 5xTBE törzsoldat: 54 g TRIS, 27,5g bórsav, 20 ml 0,5 M EDTA (ph 8,0) / 1000 ml.

20 4.13. Kompetens sejt készítés Kompetens sejtek készítéséhez XL1-Blue, valamint JM109 E. coli törzset használtunk. 200 ml SOB táptalajban (2% Bacto trypton, 0.5% Yeast extract, 10 mm NaCl, 2.5 mm KCl, ph 7.0) éjszakán át 22 C-on növesztett baktériumkultúrát 10 percre jégre tettünk. A 10 perces centrifugálással (4000 rpm) összegyűjtött sejteket 80 ml hideg TB pufferben (10 mm PIPES, 15 mm CaCl 2, 250 mm KCl, ph 6.7) szuszpendáltuk. 10 percig jégen inkubáltuk, majd centrifugálással összegyűjtöttük a sejteket, és 20 ml jéghideg TB pufferben szuszpendáltuk. A szuszpenzióhoz 1.5 ml DMSO-t adtunk, a sejteket Eppendorf-csövekbe szétosztva -80 C-os hűtőben fagyasztottuk és tároltuk transzformációig (Inoue et al., 1990). 4.14. Ligálás A ligálási elegyet vektor DNS oldat, fragment DNS oldat, ligáz puffer (5 koncentráció: 200 mm TrisHCL, 50 mm MgCl 2, 50 mm dithiotreitol (DTT) 2,5 mm ATP, ph 7.8) és steril desztillált víz felhasználásával készítettük. A fragment mennyisége tízszeres volt a vektor mennyiségéhez képest. A reakcióhoz T4 DNS ligázt használtunk, és az elegyet legalább 2 óráig szobahőmérsékleten inkubáltuk. 4.15. Transzformálás Egy transzformáláshoz 100 µl kompetens sejtet használtunk fel. A sejteket -20 C-ról jégre tettük, és 15 perc elteltével hozzáadtuk a transzformációhoz használt DNS-t. 30 percig jégen inkubáltuk, majd 3 perces 37 C-os hősokkot alkalmaztunk. A hősokk után 400 µl SOC oldatot (2% Bacto trypton, 0.5% Yeast extract, 10 mm NaCl, 2.5 mm KCl, 20 mm glükóz, ph 7.0) adtunk a sejtekhez. Egy óra 37 C-os inkubáció után a sejteket szelektív táptalajra tettük. pbluescript használata esetén a táptalajba 40 µl IPTG (100 mm) és 40 µl Xgal oldatot (2%,dimetil-formamidban) tettünk, és a transzformánsokat kék-fehér screen segítségével detektáltuk. (Inoue et al., 1990). A transzpozíciós mutagenezisnél antibiotikumot használtunk szelekciós eszközként (Km, Cam). 4.16. In vitro transzpozíciós mutagenezis A psem91 plazmid vektor transzpozonos mutagenezisét a TGS II Kit (Template Generation System TM II, TGS TM II, F-702; Haapa et al., 1999) alapján végeztük el. A cél a vektoron lévő rezisztencia marker megváltoztatása volt. Kloramfenikol rezisztencia gént juttattunk be a kanamicin génbe. Plazmid DNS tisztítás után megmértük a minta DNSkoncentrációját. A reakcióhoz szükséges DNS mennyiséget a target DNS hossza (8,4 kb)