Szent István Egyetem. Triticum timopheevii eredetű új genetikai anyagok. előállítása és jellemzése. Doktori (PhD) értekezés tézisei.

Szent István Egyetem Triticum timopheevii eredetű új genetikai anyagok előállítása és jellemzése Doktori (PhD) értekezés tézisei Mikó Péter Gödöllő 2015

A doktori iskola megnevezése: tudományága: vezetője: Növénytudományi Doktori Iskola Növénytermesztési és kertészeti tudományok Prof. Dr. Helyes Lajos intézetigazgató, egyetemi tanár, az MTA doktora SZIE, Mezőgazdaság- és Környezettudományi Kar, Kertészeti Technológiai Intézet Témavezető: Dr. Lángné dr. Molnár Márta tudományos tanácsadó, az MTA doktora MTA ATK Mezőgazdasági Intézet, Génmegőrzési Osztály. Az iskolavezető jóváhagyása... A témavezető jóváhagyása 2

1 A MUNKA ELŐZMÉNYEI, KITŰZÖTT CÉLOK A búza (Triticum aestivum L.) az emberiség egyik legfontosabb gabonanövénye, ezért a búzanemesítők kiemelt feladata e faj termésszintjének és termésbiztonságának folyamatos növelése. Ennek egyik hatékony módja a búzával rokon vad fajok rezisztencianemesítésben történő felhasználása. Az egyik ilyen vad faj, a Triticum timopheevii Zhuk., mely nagymértékben ellenáll a búzát fertőző fontosabb gombabetegségeknek (levél-, sárga- és szárrozsda, lisztharmat, fuzárium). A fajok közötti közvetlen keresztezés mellett ugyancsak sikeres génátvitelt tesz lehetővé egy keresztezési hídként használt szintetikus amfiploid előállítása és használata is. A hexaploid búzával azonos kromoszómaszámú amfiploid előállítására a tetraploid T. timopheevii-t a diploid alakorral (Triticum monococcum L.) célszerű keresztezni, mivel ez utóbbi is kiemelkedő biotikus és abiotikus rezisztenciával rendelkezik. A hibridekben az idegen kromatin mennyiségének csökkentése hatékonyan érhető el visszakeresztezésekkel (BC: back-cross). Az előnemesítés során az idegen kromatin nyomonkövetésének hatékony módja a DNS (dezoxiribonukleinsav) in situ hibridizáció, melynek során ismert szekvenciákat hordozó repetitív DNS szakaszokat (FISH: fluoreszcens in situ hibridizáció), vagy az azonosítani kívánt genom teljes DNS-ét (GISH: genomi in situ hibridizáció) használjuk fluoreszcens próbaként. Kutatómunkánk célja a T. timopheevii vad rokon búzafaj hasznos tulajdonságainak kiaknázása a búzanemesítésben, amit a következő feladatok kidolgozásával kívántunk megvalósítani: Az MTA Agrártudományi Kutatóközponthoz (MTA ATK) tartozó Martonvásár Gabona Génbankban tárolt T. timopheevii tételek jellemzését követően kiválasztani azt a genotípust, amivel búza előnemesítési programot indíthatunk, mely során vizsgáljuk a hibridek ellenállóságát is a búza főbb gombakórokozóival szemben, A kiválasztott T. timopheevii genotípus és a martonvásári MTA ATK Mezőgazdasági Intézetében korábban nemesített alakor törzs felhasználásával új T. timopheevii T. monococcum amfiploid létrehozása, részletes morfológiai, agronómiai és molekuláris citogenetikai jellemzése, valamint a búza előnemesítési programba történő bevezetése, A martonvásári intézetben korábban előállított, T. timopheevii kromoszómát hordozó addíciós búza genetikai anyag létrehozását eredményező előnemesítési program folytatása, Az előnemesítési program során a búzába beépült T. timopheevii és T. monococcum kromoszómák, kromoszómaszakaszok nyomonkövetésére alkalmas molekuláris citogenetikai módszerek (FISH, GISH) fejlesztése és optimalizálása, továbbá, az idegen kromoszómák azonosításának érdekében a T. timopheevii FISH kariotípusának elkészítése. 3

2 ANYAG ÉS MÓDSZER 2.1 Növényi anyagok és keresztezések Összesen 56 T. timopheevii génbanki tétel (MVGB) közül választottunk ki egyet (T. timopheevii subsp. timopheevii var. rubiginosum (MVGB845)) a további előnemesítési munkákhoz. Az amfiploid (T. timococcum Kost., nom. nud.) előállításához, pollenadóként egy Martonvásáron előnemesített féltörpe alakortörzset (T. monococcum subsp. monococcum 1T-1 ) használtunk. Búza genotípusok közül a kr1kr1 recesszív keresztezhetőségi allélpárt hordozó ezért az idegen fajú keresztezésekben jól kombinálódó T. aestivum Mv9kr1 búzatörzset, valamint normál búzafajtákat ( Mv Karizma, Mv Marsall, Mv Nádor, Mv Suba ) használtunk. A T. timococcum és szülői betegségrezisztenciájának vizsgálatánál kontrollok voltak: Levélrozsda: Mv9kr1 (fogékony), T. aestivum Alcedo (fogékony), szülők (rezisztens), Lisztharmat: fogékony ( Mv9kr1, Carstens V. ) és rezisztens ( Nannong 02Y23 ) búza genotípusok, T. monococcum Mv Alkor (rezisztens), T. zhukovskyi MVGB650 (fogékony), Kalászfuzárium: fogékony ( Mv222-13 ) és mérsékelten rezisztens ( Mv213-11 ) búzatörzs. T. timopheevii kromoszómát hordozó, Martonvásáron korábban előállított búza vonalakat teszteltünk, köztük egy T. aestivum T. timopheevii 6G diszómás addíciós búzatörzset. A GISH vizsgálathoz a Triticum urartu MVGB115 (A genom), valamint az Aegilops speltoides MVGB905 (S genom, a B és G genom őse) teljes genomi DNS-ét használtuk. Keresztezési kombinációk: T. timopheevii MVGB845 T. monococcum 1T-1, Triticum timococcum néven jelölt hibridje. Az amfiploid további n-edik generációját F n helyett C n jelzéssel láttuk el, Tesztkeresztezésből származó, egyéb T. timopheevii T. monococcum 1T-1 hibridek, Mv9kr1 T. timococcum, majd ennek Mv9kr1 alapú BC 1, BC 2, BC 3 nemzedéke, T. timococcum búza genotípusok ( Mv9kr1, Mv Marsall, Mv Nádor, Mv Suba ), T. zhukovskyi MVGB650 T. timococcum, Mv9kr1 T. timopheevii MVGB845, majd ennek BC 1 és BC 2 nemzedéke, T. timopheevii MVGB845 búza genotípusok ( Mv9kr1, Mv Karizma, Mv Marsall, Mv Nádor, Mv Suba ), T. aestivum Rannaja 6B monoszóma MVGS1117 T. aestivum 6G diszómás addíció. 2.2 Fajhibridek előállítása A keresztezési kombinációk anyai partnereinek kalászait kikasztráltuk, melyeket 2-4 nap elteltével a pollenadó partnerek levágott kalászaiból származó pollenekkel megporoztunk. A növénynevelést és keresztezéseket szántóföldön és fitotronban is végeztük. 4

Az aratást követően a szemkötést a feldolgozás során számolt, egy kalászban lévő szemek és a megporzott virágok számának hányadosával határoztuk meg. A T. timopheevii T. monococcum F 1 hibrid triploid genomját 0,04%-os kolhicin-oldattal dupláztuk meg a 3-5 leveles növények gyökereinek áztatásos kezelésével. 2.3 Molekuláris citogenetikai vizsgálatok 2.3.1 Kromoszómapreparátum készítése és előkezelése A csíráztatott búzaszemekről leszedett gyökércsúcsokat jeges vízben majd abszolút etil alkohol : 100%-os ecetsav 3:1 arányú keverékében fixáltuk, melyet 1%-os kárminecetsavas festési eljárás követett. Az ebből készített mitotikus kromoszómapreparátumot fáziskontrasztos mikroszkóppal vizsgáltuk, majd ezt követően az in situ hibridizációig 20 C-on tároltuk. A fluoreszcens in situ hibridizációt (FISH és GISH) megelőzően ribonukleáz enzimmel és pepszinnel távolítottuk el az RNS-t és a citoplazmát a preparátumokról, majd (mosási lépések közbeiktatásával) a kromoszómákat paraformaldehides oldattal fixáltuk. A preparátumokat -20 C-os etanol sorozatban dehidratáltuk. FISH-t követő GISH esetén a preparátumokat 4 SSC- Tween-ben mostuk az újrahibridizálás előtt. 2.3.2 Fluoreszcens in situ hibridizáció A fluoreszcens in situ hibridizáció során használt DNS próbákat digoxigenin-11-dutp-vel és/vagy biotin-16-dutp-vel jelöltük nick transzlációval, hogy a hozzájuk kapcsolódó fluorokrómok segítségével detektálhassuk azok hibridizációs helyeit a vizsgált kromoszómákon. A 30 μl/preparátum mennyiségű hibridizációs keverék törzsoldata (~28 μl) formamidot, 25 v/v%-os dextrán szulfátot, 20 SSC-t és 10 v/v%-os SDS-t 50:33:10:1 arányban tartalmazott. Ehhez blokkoló DNS-ként hozzáadtunk még 5 ng (50 ng/μl sűrűségű) lazac sperma DNS-t (FISH), illetve 2 μg (a jelölt S genomi próba 50-szeres mennyisége) S genomi DNS-t (GISH). Preparátumonként a következő mennyiségben adtuk hozzá a jelölt próbákat a törzsoldatokhoz: FISH: 20 ng (0,4 μl) Afa-family (digoxigenin), 30 ng (0,6 μl) psc119.2 (biotin) és 30 ng (0,6 μl) pta71 (biotin és digoxigenin 1:1 arányú keveréke) GISH: 40 ng (0,8 μl), biotinnal jelölt A genomi próba és 40 ng (0,8 μl), digoxigeninnel jelölt S genomi próba Az összeállított hibridizációs keverékben lévő DNS-t 85 C-on 12 percig (FISH), illetve 99 Con 10 percig (GISH) denaturáltuk, majd a keveréket a preparátumokra juttatva, a kromoszómákat a próba jelenlétében denaturáltuk 75 C-on 6 percig (FISH), illetve 80 C-on 2 percig (GISH). A denaturációt követően a preparátumokat 16 órán keresztül 37 C-on (FISH), illetve 42 C-on (GISH) inkubáltuk, majd több lépésben, SSC sorozattal lemostuk. 5

A digoxigeninnel jelölt próbák hibridizációs helyeit vörös fluoreszcens jelet adó antidigoxigenin-rhodamine Fab (antigén kötő) fragmentekkel, míg a biotinnal jelölt próbákét zöld fluoreszcens jelet adó streptavidin-fitc Fab fragmentekkel jelöltük egy 20 perces, 37 C-os hibridizáció során (50 µl/preparátum). Ezt követően 2 mg/ml DAPI/Vecta Shield keverékkel (20 µl/preparátum) végeztünk kontrasztfestést. Ezt követően a preparátumokat Zeiss AxioImager.M2 fluoreszcens mikroszkóppal vizsgáltuk, majd Zeiss AxioCam MRm CCD fényképezőgéppel fotóztuk és kiértékelésükhöz az AxioVision 4.8.2 szoftvert használtuk. 2.4 Fiatalkori rezisztencia-vizsgálat 2.4.1 Mesterséges levélrozsda-fertőzés Az üvegházi levélrozsda-fertőzéshez optimális körülményeket az inokulációt követő két napban polietilén fóliás borítással biztosítottuk. A táphengerben nevelt, kétleveles növények fertőzését követő 10. napon egy hatos skálán (0, ;, 1-4) értékeltük a fertőzöttség mértékét. 2.4.2 Mesterséges lisztharmat-fertőzés Az üvegfalú izolátor dobozokban történt vetést követő 6. napon fertőztünk az 51-es és 76-os lisztharmatrasszok konídiumaival, majd az ezt követő 7. napon 0-4 skálán pontoztuk a tüneteket. Emellett a kórokozó és gazdanövény közötti interakciók időbeni alakulását is elemeztük genotípusonként, anilinkékkel és DAB-bal kezelt, ecetsavval fehérített levélpreparátumokon. A 9 időpontból (inokuláció után 8 óránként, majd a 3., 4. és 7. napon) származó, Zeiss AxioScope.A1 fénymikroszkóppal vizsgált preparátumokat Canon digitális fényképezőgéppel dokumentáltuk. 2.5 Kalászfuzárium rezisztencia vizsgálata A kalászfuzáriummal (F. graminearum IFA-66 és F. culmorum IFA-104 izolátumok) szembeni rezisztenciát permetezést követő 26. napon, valamint kalászkainjektálást követő 21. napon kétféle módszerrel értékeltük (%). A kalászkainjektálásos eljárás (II. típusú rezisztencia) során genotípusonként öt kalászt kezeltünk, melyek eredményét statisztikailag is elemeztük. 2.6 Fenotípusos tulajdonságok meghatározása A szántóföldi felvételezés során meghatároztuk a genotípusok életformáját, növekedési típusát, kalászolási idejét, magasságát és ezerszemtömegét, valamint a fontosabb búza gombabetegségekkel (lisztharmat, levélrozsda, sárgarozsda) szembeni fogékonyságukat természetes kórokozó nyomás mellett, 0-9 skálán pontozva (0 = tünetmentes, 9 = fogékony). A szántóföldi vizsgálatokkal párhuzamosan az amfiploidot és szülőtörzseit fitotronban is vizsgáltuk 2012-ben és 2013-ban. E két év során vizsgáltuk a kalászmorfológiai tulajdonságokat is. A felvételezett adatokat statisztikailag (ANOVA és post hoc teszt) is elemeztük. 6

3 EREDMÉNYEK ÉS MEGVITATÁSUK 3.1 Triticum timococcum előállítása 3.1.1 Triticum timopheevii génbanki tételek jellemzése és tesztkeresztezése Jellemeztük a Martonvásár Gabona Génbankban fenntartott 56 T. timopheevii tételt. A felvételezett adatok alapján megállapítottuk, hogy agronómiailag a legcélszerűbb a termesztett alfajhoz (subsp. timopheevii) tartozó 38 génbanki tétel közül kiválasztani az új amfiploid anyai szülőpartnerét. A vad alfajhoz (subsp. armeniacum) tartozó génbanki tételek az előnyös korai kalászolási- és virágzási idejük ellenére, a törékeny kalászorsójuk és a viszonylag kis ezerszemtömegük miatt nehezebben használhatók fel az előnemesítésben. Az eredmények alapján kiválasztott 11 korai kalászolású T. timopheevii tétellel szántóföldön végzett tesztkeresztezéshez az amfiploid pollenadójának kiválasztott féltörpe alakor törzset ( 1T- 1 ) használtuk. A legjobb szemkötést (16%) eredményező, viszonylag jó agronómiai értékekkel bíró génbanki tételt (Triticum timopheevii Zhuk. subsp. timopheevii var. rubiginosum (MVGB845)) választottuk ki, melyet, mint előszelektált génforrást nemcsak az amfiploid előállításánál tudtuk használni, hanem a búzával végrehajtott közvetlen keresztezéseknél is. 3.1.2 Triticum timopheevii Triticum monococcum amfiploid előállítása A felvételezési és keresztezési kísérletek eredménye alapján kiválasztott T. timopheevii MVGB845 és a féltörpe alakor ( 1T-1 ) keresztezésével 255 F 1 hibrid szemet állítottunk elő. Az ezekből nevelt triploid növények kolhicinkezelését követően állítottuk elő a duplázott genomú, fertilis hexaploid amfiploid, a Triticum timococcum első generációját (C 1 ). A T. timopheevii T. monococcum amfiploid szülői fajnevekből alkotott elnevezése még hivatalosan (botanikailag) nem elfogadott, ezért a tudományos publikációkban első említésénél Triticum timococcum Kost., nom. nud. elnevezéssel szükséges jelölni ezt a szintetikus fajt. A jelen kutatásban szereplő hibrid-előállítás a korábbi T. timococcum előállítások során tapasztalt nagyon gyenge szemkötéshez viszonyítva sokkal hatékonyabbnak bizonyult, és arra is rávilágított, hogy jó agronómiai tulajdonságokkal rendelkező amfiploidok előállításához csak szigorúan szelektált, előnemesített növényi anyagot érdemes használni. 3.2 Triticum timococcum molekuláris citogenetikai jellemzése 3.2.1 Szülői genomok kariotipizálása és GISH optimalizálása Az amfiploid genomszerkezetének meghatározásának első lépéseként a szülői genomok FISH kariotípusát készítettük el a búzakutatásban széles körben használt repetitív DNS próbák (Afa- 7

family, pta71 és psc119.2) segítségével, mellyel a hexaploid hibrid, a T. timococcum összes kromoszómája azonosíthatóvá vált a későbbiekben (1. ábra). 1. ábra Az A m, A t és G genomok FISH kariogramja: a Triticum monococcum subsp. monococcum 1T-1 (A m ) és a Triticum timopheevii subsp. timopheevii var. rubiginosum MVGB845 (A t és G) kromoszómáin psc 119.2 (zöld), Afa-family (piros) és pta71 (narancssárga) repetitív DNS próbákkal kapott fluoreszcens in situ hibridizációs mintázat. A kromoszómák genomok és homeológ-csoportok szerint rendezve (Skála = 10 μm) A G és B genommal rendelkező tetraploid Triticum fajok különböző evolúciós útját támasztja alá az a megfigyelésünk, hogy a T. timopheevii 4A t L kromoszómakarján nem sikerült a T. turgidum (és a T. aestivum) 4A kromoszómáján meglévő psc119.2 jeleket detektálnunk, mely hiányzó szakasz valószínűleg a 4A t L/4GS transzlokáció során kerülhetett át a 4G kromoszóma rövid karjának terminális részére. Ugyancsak ennek a transzlokációnak a következménye, hogy a 4GS terminális részén erős Afa-family FISH jeleket is detektáltunk. Az összes G kromoszóma nagy biztonsággal elkülöníthető egymástól és a búza B kromoszómáitól azok FISH mintázata alapján. Az amfiploid G és A genomjainak elkülönítését többszínű GISH (mcgish) alkalmazásával végeztük el, melyet megelőzött a T. timopheevii MVGB845 genotípuson végzett optimalizálási eljárás. Ennek során a próbák és blokkoló DNS mennyiségét és arányát állítottuk be, melynek paraméterei a 2.3.2 fejezetben találhatóak. A G és A kromoszómák elkülönítése mellett a T. timopheevii faj fajspecifikus intergenomikus transzlokációját is azonosítottuk (T6A t S/1GS). 3.2.2 Triticum timococcum genomszerkezete Az optimalizált FISH és mcgish technikák egymást követő használatával megállapítottuk, hogy az amfiploid 42 kromoszómával rendelkezik és hordozza mindkét szülő teljes kromoszómakészletét, valamint a T. timopheevii fajspecifikus intergenomikus transzlokációját is. Ezek alapján az újonnan előállított szintetikus amfiploid, a Triticum timococcum hexaploid genommal rendelkezik, mely a következőképpen írható fel: 2n=6x=42, GGA t A t A m A m. Eredményeink hozzájárultak a T. timopheevii kromoszómáinak fluoreszcens in situ hibridizációs technikákkal (FISH, mcgish) történő azonosításának javításához, továbbá elsőként igazoltuk ezen optimalizált eljárások használhatóságát a T. timococcum genomjának vizsgálata során. 8

Az amfiploidban és az előnemesítés során előállítandó búza alapú hibridekben az ősi diploid T. monococcum faj legtöbb A m kromoszómája nagy biztonsággal megkülönböztethető az A t és a búza A u kromoszómáitól azok FISH mintázata alapján. Ettől eltérően azonban a búza megfelelő homeológ kromoszómáitól csak a T. timopheevii 1A t, 3A t, 4A t és 6A t kromoszómái különböztethetőek meg a faj evolúciója során végbement transzlokációk miatt. Eredményeink alapján a T. timococcum és T. timopheevii búza előnemesítési programba való bevezetését követő utódvizsgálatok (FISH és mcgish) alkalmával a búza genetikai háttérben megfelelő hatékonysággal azonosíthatóvá vált mindkét faj átépült kromatinja. 3.3 A Triticum timococcum fenotípusos és agronómiai jellemzése 3.3.1 Morfológiai jellemzők A kétéves részletes szántóföldi kísérletben a Triticum timococcum a legtöbb vizsgált tulajdonságban szignifikánsan eltért a szülői genotípusoktól. Ezzel szemben a fitotronban kevesebb szignifikáns különbséget találtunk, sőt a szántóföldi eredményekkel (80 cm) ellentétben az amfiploid növénymagassága (100 cm) nagyobb hasonlóságot mutatott a T. timopheevii szülővel, mint a féltörpe alakor törzzsel. Őszi vetést követően, a T. timococcum átlagosan június közepén kalászolt. Az amfiploid szálkás kalászai és kalászkái átmeneti típust képviselnek a szülők kalász(ka)formái között, emellett hosszabb és kevésbé tömött kalászokat fejlesztett a szüleihez képest, mely tulajdonság a későbbi generációkban végzett szelekció hatására még inkább megnyilvánult (2. ábra). 2. ábra Triticum timopheevii MVGB845 (bal), T. monococcum 1T-1 (közép) és T. timococcum C 5 generáció (jobb) szántóföldről gyűjtött kalászai (Martonvásár, 2015; Skála = 1 cm) A T. timococcum a szülői genotípusokhoz hasonlóan fakultatív életformájú, továbbá a T. timopheevii szülőnél erőteljesebben szőrözött, mely növelheti a vírusvektor rovarok és a szárazság elleni védekezőképességet. Fénymikroszkópos vizsgálattal igazoltuk, hogy a szüleihez viszonyítva a duplázott genomú amfiploidnak van a leghosszabb gázcserenyílása (100 µm). 3.3.2 Betegség-ellenállóság Az amfiploid levélrozsdával szembeni fiatalkori és felnőttkori, valamint a sárgarozsdával szembeni felnőttkori immunitása (értékelési pontszám: 0) annak mindkét szülői genotípusa által hordozott nagyhatású rezisztenciagéneknek köszönhető. 9

Az ide vonatkozó szakirodalomban azonban nem található adat sem a T. timopheevii, sem pedig a T. monococcum lisztharmattal szembeni fiatalkori fogékonyságáról. Ezek a fajok és a belőlük előállított amfiploid valószínűleg más gének által vezérelt, felnőttkori rezisztenciával is rendelkeznek, melyet az általunk (erős kórokozó nyomás mellett) megfigyelt lassú lefolyású (az alakor esetében atipikus csírázást mutató) fiatalkori lisztharmat fertőződés, valamint a szántóföldön megfigyelt felnőttkori immunitás is igazol. A fiatalkori fertőzés során a T. zhukovskyi és a T. timopheevii fajokon mérsékeltebb hiperszenzitív reakciót is megfigyeltünk (értékelési pontszám: ;), továbbá ellenálló egyedeket is szelektáltunk a T. timopheevii és az amfiploid populációiból. A lisztharmat növény interakció vizsgálata során a gomba fejlődését és terjedését (anilinkék), valamint a növény esetleges védekező válaszreakcióját (DAB-bal jelölt hidrogén-peroxid (H 2 O 2 ) felhalmozódás, papilla képződés) vizsgáltuk. Öt genotípusnál, genotípusonként változó lefolyású, kompatibilis kórokozó-gazdanövény interakciót figyeltünk meg, míg az Mv Alkor és a Nannong 02Y23 genotípusok ellenállóak voltak. A T. timococcum annak ellenére, hogy fogékony volt, már az elsődleges csíratömlő kialakulásra is erőteljes lokális hidrogén-peroxid termeléssel válaszolt, míg a többi genotípus nem mutatott ilyen korai reakciót. Később az alakor az egész érintett sejtre kiterjedő DAB festődést mutatott, mely összefügghet annak mérsékelt ellenállóságával is. A fogékony búzafajtán a lisztharmat már a 4. napon sporulált, míg az amfiploidon és annak szülein csak az inokulációt követő 7. napon találtunk sporuláló telepeket. A felnőttkorban végzett fuzáriumteszt eredményeként a T. timopheevii genotípus (MVGB845) mérsékelten ellenállónak (F. graminearum: 5%; F. culmorum: 25%; II. típusú rezisztencia: 12% mindkét esetben) bizonyult, míg a pollenadóként használt féltörpe alakor genotípus ( 1T-1 ) nem (100%-os fertőzöttség). Ezért e két fajból előállított amfiploid a szántóföldi (F. graminearum: 5%; F. culmorum: 15%) és a II. típusú fertőződéssel (F. graminearum: 15%; F. culmorum: 5%) szembeni, jó ellenállóságát bizonyosan az anyai szülőtől örökölte. Mindkét fuzárium izolátum esetében a T. timococcum a kontrollként használt mérsékelten rezisztens búzatörzsnél ( Mv213-11 ) jelentősen jobb szántóföldi ellenállóságot mutatott. Azonban a II. típusú rezisztencia vizsgálata során szignifikáns különbséget nem sikerült kimutatni e búzatörzzsel szemben. 3.4 Triticum timopheevii kromatint hordozó búza előnemesítési anyag előállítása 3.4.1 Triticum timococcum amfiploiddal végzett keresztezések Az amfiploid felhasználásával 2012 nyarán indítottunk el egy előnemesítési programot, melyben az Mv9kr1 búzatörzset használtuk fő keresztezési partnerként. Mindkét kombinációban végzett F 1 hibrid előállítás eredményeként megállapítottuk, hogy az közel háromszor hatékonyabbá tehető, ha a búza partnert anyaként használjuk (szemkötés: 19,5%). 10

Az Mv9kr1 -gyel végzett visszakeresztezések során az F 1 növények első visszakeresztezése bizonyult a legnehezebbnek, elsősorban akkor, ha az amfiploidot használtuk anyai szülőpartnerként (szemkötés: 0,64%). Lényegesen hatékonyabbnak bizonyult a búza citoplazmával rendelkező F 1 hibridek visszakeresztezése. Az első generációban, ebben az esetben is rossz volt a szemkötés, azonban a harmadik visszakeresztezést követően ez az érték már a 18%-os értéket is meghaladta. A programból származó BC 3 utódokat üvegházban szaporítottuk fel 2015 nyarára a jövőbeni szántóföldi kísérletekhez. Az amfiploiddal azonos genomszerkezetű T. zhukovskyi (MVGB650) faj genetikai diverzitását szélesítettük, melynek során a T. zhukovskyi T. timococcum F 3 nemzedék genomszerkezetét mcgish segítségével vizsgáltuk és a T. timopheevii fajspecifikus transzlokációját a hibridben is azonosítottuk. Ez a hibrid rezisztens volt a fiatalkori levélrozsda fertőzéssel szemben. 3.4.1.1 Utódnemzedékek genomvizsgálata A búza és az amfiploid keresztezéséből származó F 1 hibrid növények citológiai vizsgálata során megállapítottuk, hogy mindkét irányú kombináció esetén a növények 75%-a 42 kromoszómával rendelkezett, melyeket a további visszakeresztezéseknél használtuk fel. A búza citoplazmát hordozó BC 1 növények FISH vizsgálatánál több T. timopheevii eredetű G kromoszómát, továbbá egy T. monococcum eredetű kromoszómát (1A m ) is azonosítottunk. Leggyakrabban az 1G, 2G és 6G kromoszómák fordultak elő, melyek minden esetben pár nélkül álltak, és a legtöbb esetben a velük homeológ egyik B kromoszóma helyére épültek be (monoszómás szubsztitúció). A BC 2 utódok körülbelül 30%-a lett normál 42 kromoszómás, ami a viszonylag nagy arányú idegen kromatin normál sejtosztódást zavaró hatásával magyarázható. Az előző generációhoz hasonlóan, G kromoszómák monoszómás szubsztitúcióját azonosítottuk, azonban egy növényben átlagosan már kevesebb idegen kromoszóma fordult elő, mint a BC 1 generáció növényeiben. A harmadik visszakeresztezés eredményeként a BC 3 növényekben már transzlokációk előfordulását feltételezzük a monoszómás szubsztitúciókat alkotó, egymással homeológ B és G kromoszómák között. 3.4.1.2 Utódnemzedékek fenotípusos vizsgálata és üvegházi rozsdafertőzése Az idegen kromatin jelenlétét jelző tulajdonság, hogy az egymást követő generációk növényei változatos alakú kalászokat fejlesztettek, melyek között a BC 3 nemzedékben már a tar Mv9kr1 - hez hasonlóak is előfordultak. A visszakeresztezések hatására az F 1 hibridek átlagos növénymagassága (100 cm) közel a felére csökkent. A T. timococcum citoplazmával rendelkező F 1 hibrid visszakeresztezett generációi abnormális, csökkent fertilitású kalászokat fejlesztettek, és növénymagasságuk sem haladta meg a 40 cm-t. 11

A BC 2 nemzedéket csíranövénykorban mesterségesen fertőztük levélrozsdával, melynek eredményeként az egyedek több mint fele mutatott immunitást, míg 25%-uk különböző mértékben (értékelési pontszám: 1 vagy 2) ellenállt a kórokozó támadásának. Ezeket az immunis és ellenálló egyedeket használtuk fel a további keresztezéseknél. 3.4.2 A Triticum timopheevii fajjal végzett keresztezések A korábban kiválasztott T. timopheevii génbanki tétellel (MVGB845) is megkezdtük az előnemesítési munkát 2012/2013 telén. A közvetlen T. timopheevii génátvitel során Mv9kr1 - gyel hoztunk létre hibrideket, majd ezek Mv9kr1 -gyel visszakeresztezett utódait. Az F 1 hibridek előállításánál tapasztalt 40%-os szemkötés az első visszakeresztezés (BC 1 ) során nagymértékben csökkent (5%), azonban a BC 2 nemzedékben már nagyszámú utódot kaptunk. Ezek felszaporítása 2015 nyarára megtörtént, és szántóföldi tesztelésüket a közeljövőben végezzük el. 3.4.2.1 Visszakeresztezett utódnemzedék genomvizsgálata A hexaploid búza és a tetraploid T. timopheevii eltérő kromoszómaszáma miatt először a BC 1 nemzedéket vizsgáltuk FISH segítségével, melynek során az utódok közel 30%-át 42 kromoszómásnak azonosítottuk. Ezeket használtuk fel a következő visszakeresztezésnél. Legnagyobb gyakorisággal az 1G kromoszómát tudtuk azonosítani. Ezen kívül azonosítottunk 2G, 6G és 5A t kromoszómát hordozó utódokat is, melyek az 1G kromoszómához hasonlóan, leginkább monoszómás szubsztitúció formájában fordultak elő. A következő generációkban feltételezhetően már a T. timopheevii kromatin transzlokációját is tudjuk majd azonosítani. 3.4.2.2 Utódnemzedékek fenotípusos vizsgálata és üvegházi rozsdafertőzése Az idegen kromatin jelenlétét jól mutatta az utódnemzedékeknél tapasztalt változatos kalászalak, azonban a BC 2 nemzedékben már a búzához hasonlóakat is azonosítottunk, miközben magasságuk (51 cm) is közelített a búza szülőjéhez. A tisztán Mv9kr1 alapú BC 1 utódokat, valamint martonvásári búzafajtákat is a pedigréjükben hordozó BC 1 -jellegű utódokat csíranövény korban levélrozsdával fertőztük, melynek eredménye szerint a vizsgált növények kétharmada immunis volt vagy hiperszenzitív módon reagált a levélrozsda fertőzésre (értékelés: 0 vagy ;). Ezek a rezisztens növények adták a következő visszakeresztezés anyai partnerét. 3.4.2.3 Triticum timopheevii citoplazmát hordozó búzatörzsek előállítása A T. aestivum citoplazmával rendelkező BC utódok mellett a fordított kombinációjú, T. timopheevii MVGB845 citoplazmával rendelkező hibridek búzával való visszakeresztezését is elindítottuk, hogy citoplazmás hímsteril (CMS) búzatörzseket állítsunk elő martonvásári 12

búzafajták felhasználásával. Az Mv9kr1 búzatörzset pollenadóként használva több mint háromszoros hatékonysággal (20%) tudtunk hibrid szemet előállítani, mint a normál búzafajtákkal (6,5%). A T. timopheevii citoplazmával előállított hibridek szemkötési aránya viszonylag jónak tekinthető, azonban a hibrid szemek csírázási százaléka nagyon alacsony volt, és az első visszakeresztezés sem járt eredménnyel. A fennmaradó F 1 és F 2 szemekkel folytatjuk a programot, kiegészítve a hibridkombinációk pollenadó törzseinek előállítása során végzendő (a fertilitást visszaállító géneket célzó) genetikai marker alapú szelekcióval (MAS). 3.4.3 6B/6G monoszómás szubsztitúciós búza vonal (20 II +1 I 6B+1 I 6G) előállítása Monoszómás kromoszóma-szubsztitúciót létre lehet hozni egy idegen kromoszómára diszómás addíciós búzatörzs és egy monoszómás búza vonal felhasználásával is. Ehhez első lépésben felszaporítottuk a T. timopheevii vad alfajának kromatinját tartalmazó, Martonvásáron korábban előállított búza vonalak több mint 10 éves szemeit, és 2013 elején csíranövénykori levélrozsda vizsgálattal kiválogattuk az immunis egyedeket, melyek FISH vizsgálatát követően azonosítottunk egy 44 kromoszómás vonalat, mely a búza genom mellett 2 db 6G kromoszómát hordoz (21 II + 1 II 6G). A T. aestivum Rannaja 6B monoszómás (20 II + 1 I 6B) búza vonalat (génbanki szám: MVGS1117) használtuk anyaként, melyet ezzel a 6G diszómás addíciós búzatörzzsel poroztunk be. E két szelektált genetikai anyag F 1 hibridjei között FISH segítségével azonosítottunk olyan 42 kromoszómás növényeket, melyek 1 db 6B és 1 db 6G kromoszómát hordoznak (20 II +1 I 6B+1 I 6G). Ezek 2015 őszére befejezett felszaporítását követően az F 2 utódok felnevelésekor már a 6B és a 6G kromoszómák párosodása és transzlokációk kialakulása is bekövetkezhet. 3.5 Új tudományos eredmények 1. Felmértük és jellemeztük a Martonvásár Gabona Génbankban fenntartott Triticum timopheevii génbanki tételek főbb fenotípusos és agronómiai tulajdonságait, valamint alakorral való kombinálódó képességét. Az eredmények alapján kiválasztottunk egy genotípust (Triticum timopheevii subsp. timopheevii var. rubiginosum MVGB845), melyet célszerű felhasználni a búza-előnemesítésben. 2. Triticum timococcum Kost., nom. nud. néven szintetikus amfiploidot hoztunk létre a kiválasztott T. timopheevii genotípus (MVGB845) és egy féltörpe alakor törzs (T. monococcum subsp. monococcum 1T-1 ) felhasználásával. A keresztezhetőségi vizsgálatok eredményeként további 9 T. timococcum törzset állítottunk elő, és szaporítottuk tovább szántóföldön, mely eredmény világviszonylatban is kiemelkedő. 13

3. Jellemeztük a T. timococcum és szülői genotípusainak fenotípusos és rezisztencia tulajdonságait. Megállapítottuk, hogy a T. timopheevii és a T. monococcum egyes tételeinek csíranövényei mesterséges lisztharmat fertőzés során fogékonyak, ezért a szántóföldi rezisztenciájukat valószínűleg felnőttkori rezisztencia is biztosítja. 4. Kidolgoztuk a T. timopheevii kromatinjának kimutatására alkalmas fluoreszcens in situ hibridizációs (FISH) eljárást, mellyel elkészítettük a G és A t genomok, psc119.2, Afafamily és pta71 repetitív DNS próbákon alapuló FISH kariotípusát. A kariotípusokat eredményesen használtuk a T. timococcum genomvizsgálatánál, illetve e fajok búzával alkotott hibridjeiben az idegen kromatin azonosításánál. 5. Többszínű genomi in situ hibridizációs (mcgish) eljárást dolgoztunk ki, mellyel a G genom és az A genomok elkülöníthetővé váltak egymástól. Ennek segítségével a T. timopheevii fajspecifikus intergenomikus átrendeződését is azonosítottuk az utódokban. Az egymást követő FISH és mcgish eljárás alkalmazásával hatékonyabbá tettük az új amfiploid kromoszómáinak azonosítását az utódnemzedékekben. 6. Kimutattuk, hogy a tetraploid T. timopheevii eredményesebben keresztezhető mindkét irányban a búzával, mint a hexaploid T. timococcum. A recesszív keresztezhetőségi allélpárt hordozó búza genotípus ( Mv9kr1 ) hagyományos búzafajtákkal szembeni kiemelkedő keresztezhetőségét is igazoltuk. 7. Búza előnemesítési programot indítottunk visszakeresztezéses (BC) módszerrel a T. timopheevii MVGB845 és a T. timococcum felhasználásával elsősorban azok kiemelkedő betegség-ellenállóságának hasznosítása céljából. Az Mv9kr1 -en alapuló BC program során csíranövénykorban levélrozsda-ellenálló utódokat szelektáltunk. 8. A Martonvásáron korábban előállított, T. timopheevii kromatint hordozó aneuploid anyagok között azonosítottunk egy 6G diszómás addíciót (T. aestivum Mv9kr1 háttérben), mely az általunk végzett csíranövénykori levélrozsda tesztben rezisztensnek bizonyult. Ebből az addícióból és a T. aestivum Rannaja 6B monoszómás búza vonalból (MVGS1117) 6B/6G monoszómás szubsztitúciós növényeket állítottunk elő. Az 1 db 6B és 1 db 6G kromoszómát hordozó növények kromoszóma-összetételét FISH technikával is igazoltuk. 9. T. timopheevii citoplazmát hordozó hibrideket hoztunk létre martonvásári búzafajtákkal hímsteril búzatörzs előállítása céljából, mely egy hibridbúza nemesítési program számára fontos kiindulási anyag lehet. 10. A T. zhukovskyi beszűkült genetikai diverzitásának szélesítése érdekében sikeresen hoztuk létre e faj MVGB650 jelzésű génbanki tétele és a T. timococcum közötti hibridet, majd jellemeztük annak utódjait. 14

4 KÖVETKEZTETÉSEK ÉS JAVASLATOK 4.1 Triticum timococcum előállítása A Martonvásár Gabona Génbankban található T. timopheevii tételek több éves vizsgálata eredményeként sok értékes információ halmozódott fel, ami hasznos lehet a jövőbeni keresztezéseknél a megfelelő partner célzott kiválasztásához. Ezeket a fenotípusos és rezisztencia eredményeket azonban a jövőben mindenképpen javasolt kiegészíteni a különböző abiotikus stresszérzékenységi mutatókkal is. Megállapítottuk, hogy az amfiploid előállításához kiválasztott MVGB845 azonosítójú T. timopheevii tételen kívül van még néhány, amelyet célszerű bevonni a búza előnemesítési programokba, így növelve a nemesítési alapanyagok genetikai bázisát, akár újabb típusú T. timococcum törzsek előállításán keresztül. A dolgozatban részletesen jellemzett amfiploiddal együtt összesen 10 különböző T. timopheevii genotípusból származó T. timococcum amfiploidot állítottunk elő, melyek negyedik generációja (C 4 ) jelenleg szántóföldi szelekciós programban vesz részt, és utódaik búza előnemesítési programokba történő bevonása a közeljövőben várható. A természetben előforduló, azonos genomszerkezettel rendelkező T. zhukovskyi erősen beszűkült genetikai diverzitásának szélesítése céljából előállított T. zhukovskyi T. timococcum hibrid jelenleg F 5 nemzedéknél tart és szaporítását a jövőben is folytatjuk. Triticum timococcum szintetikus amfiploidot már korábban is előállítottak, azonban azokat minden esetben vad T. timopheevii és hagyományos típusú T. monococcum genotípusok felhasználásával hozták létre, melyek több hátrányos tulajdonságot (pl. kalásztörékenység, gyenge szárszilárdság) is átörökítettek az utódaikba. Eredményeink bizonyították, hogy az amfiploidok előállításához csak részletesen ismert, előzetesen szigorú szelekción átesett növényi anyagot érdemes használni. 4.2 Triticum timococcum molekuláris citogenetikai jellemzése Munkánk során elkészítettük a T. timopheevii (A t és G) és a T. monococcum (A m ) genomjainak FISH kariotípusát a psc119.2, pta71 és Afa-family repetitív DNS próbák használatával. Az amfiploid molekuláris citogenetikai vizsgálata során azonos próbák hibridizálásával mind a hét G, hét A t és hét A m kromoszómapárt el tudtuk különíteni egymástól azok FISH mintázata alapján. Az általunk optimalizált többszínű genomi in situ hibridizációval (mcgish) nagy biztonsággal el tudtuk különíteni a hexaploid T. timococcum G genomját a két A genomjától. Vizsgálataink eredményeként a T. timococcum és T. timopheevii búza előnemesítési programba való bevezetését követő utódvizsgálatok alkalmával, a búza genetikai háttérben is nagy hatásfokkal azonosíthatók az átépült idegen kromoszómák. A kariotipizálási munkánk 15

eredményét nemcsak a búza előnemesítési programokban lehet hasznosítani, hanem az általunk kidolgozott kariotípusok elősegíthetik a gének térképezését, izolálását, kromoszóma-specifikus markerek tervezését, valamint az áramlásos (flow) citometriai eljárás során a szeparált kromoszómák azonosítását is. 4.3 Triticum timococcum fenotípusos és agronómiai jellemzése Az amfiploid megjelenésében átmenetet képvisel a szülői genotípusok között, azonban felszínének sűrű szőrözöttsége értékes morfológiai bélyeg, mely a hasznos rezisztenciagének mellett szintén beépíthető a búzafajtákba vírusvektor rovarok és a szárazság elleni védekezőképesség javítása céljából. Azonban ennek vizsgálata még a jövő feladata. A T. timococcum nagyfokú rozsdarezisztenciája (levélrozsda, sárgarozsda) mellett kiemelkedően ellenálló volt a lisztharmattal szemben is. Ennek hátterében felnőttkori rezisztencia kialakításáért felelős gének jelenlétét feltételezzük, mivel csíranövénykori mesterségesen fertőzött kísérletben az irodalomban eddig rezisztensként nyilvántartott szülői genotípusokhoz hasonlóan fogékonynak bizonyult. A hasonló témájú kutatások hiánya miatt e feltételezések igazolásához további vizsgálatok elvégzése szükséges. Az amfiploid viszonylag korai generációjának lisztharmat-rezisztencia tesztelését követően lehetőségünk nyílt arra is, hogy ellenálló egyedeket szelektáljuk ki a populációból, melyeket felneveltünk és továbbszaporítunk. Reményeink szerint a T. timococcum általunk megfigyelt kalászfuzárium-ellenállósága is beépíthető lesz búza genotípusokba. Az ezirányú előnemesítési munka már elkezdődött, és a többszörösen visszakeresztezett utódok tesztelése a közeljövőben várható. Gázcserenyílások vizsgálata alapján megállapítottuk, hogy az amfiploid vízhasznosítási képessége és szárazságtűrése valószínűsíthetően nem különbözik a jó szárazságtűréssel rendelkező szülői genotípusokétól, azonban ennek célirányos tesztelése is még jövőbeni feladat. A T. timococcum fenntartó nemesítése során, évente elvégzett szelekció látványos eredménye (pl. produktivitás 50%-os növekedése) tükrében mindenképpen érdemes folytatni a C 5 generáció növényeinek további szelekcióját, hogy pár éven belül egy agronómiai szempontból is kiemelkedő, egyöntetű genetikai anyag álljon a nemesítők rendelkezésére. 4.4 Triticum timopheevii kromatint hordozó búza előnemesítési anyag előállítása Egy többirányú előnemesítési programot indítottunk, mely során visszakeresztezéses (BC) módszerrel állítunk elő minél jobb tulajdonságokkal rendelkező hibrideket, amik hordozzák a T. timopheevii hasznos génjeit. Emellett a korábban előállított, martonvásári genetikai anyagok közül sikerült azonosítanunk egy 6G diszómás addíciós búzatörzset, melyet a T. timococcum amfiploidhoz hasonlóan génátviteli hídként használtunk fel, és hoztunk létre (monoszómás búza 16

genetikai anyagot használva) 6B/6G monoszómás kromoszóma-szubsztitúciót hordozó genotípust. Előzetes méréseink alapján a T. timopheevii MVGB845 genotípus kiemelkedő α-tokoferol-, α- tokotrienol- és mikroelem (Se, Mn, K) tartalommal rendelkezik a búzához képest, mely részletes vizsgálata és a búzába való átvitele a jövőbeli feladatok egyik kiemelt részét fogja képezni. Az előnemesítés során végzett többszörös visszakeresztezés megfelelő módszernek bizonyult az idegen kromatin átvitelére. E munka végső eredménye azonban csak évek múlva realizálódhat olyan búza genotípusokban, melyek csak a hasznos gén(eke)t tartalmazó kromoszómaszakaszt hordozzák. Ezen időigényes folyamat kezdeti eredményei mindképpen bíztatóak, és a BC generációk jövőbeni szántóföldi tesztelése további eredményeket ígér. Az idegen kromatin BC utódokban történő pontosabb kimutatására és nyomonkövetésére általunk kidolgozott T. timococcum FISH kariotípus hatékony eszköznek bizonyult és ajánlható a T. timopheevii alapú egyéb búzanemesítési programok molekuláris citogenetikai értékeléséhez is. A vizsgált utódnövények nagy többségében idegen fajú monoszómás kromoszóma-szubsztitúciót találtunk, ezért a további visszakeresztezések hatására egyre növekvő számú transzlokáció kialakulása várható a monoszómás szubsztitúciót alkotó homeológ kromoszómák között. A jövő feladata még a B és G kromoszómák, valamint a különböző eredetű A kromoszómák elkülönítése, ami az intergenomikus transzlokációk azonosítását segítené. Ezért fontos jövőbeli feladat a T. timopheevii-specifikus (polimorf) molekuláris markerek kiválogatása, melynek egy konkrét példáját már jelenleg is módunkban áll használni. A 6B/6G szubsztitúciós növényeink öntermékenyítése eredményeként a közeljövőben vélhetően idegen transzlokációt hordozó utódnövényeket tudunk majd vizsgálni a Martonvásáron kidolgozott mikroszatellit marker alapú eljárással (MAS), amely során meghatározható lesz az átépült 6G kromoszómaszakasz, annak hossza és elhelyezkedése a 6B kromoszómán. 17

Tudományos publikációk: A SZERZŐ FONTOSABB PUBLIKÁCIÓI Nemzetközi tudományos folyóiratokban megjelent publikációk: Mikó P., Megyeri M., Farkas A., Molnár I., Molnár-Láng M. (2015): Molecular cytogenetic identification and phenotypic description of a new synthetic amphiploid, Triticum timococcum (A t A t GGA m A m ). Genetic Resources and Crop Evolution, 62(1): 55-66. p. Mikó P., Löschenberger F., Hiltbrunner J., Aebi R., Megyeri M., Kovács G., Molnár-Láng M., Vida G., Rakszegi M. (2014): Comparison of bread wheat varieties with different breeding origin under organic and low input management. Euphytica, 199(1-2): 69-80. p. Hazai tudományos folyóiratokban megjelent publikációk: Mikó P., Megyeri M., Molnár-Láng M., Kovács G. (2013): Characterization of Triticum timopheevii Zhuk. gene bank accessions for development of synthetic amphiploid wheat lines. Acta Agronomica Hungarica, 61(2): 113-121. p. Megyeri M., Mikó P., Molnár I., Kovács G. (2011): Development of synthetic amphiploids based on Triticum turgidum x T. monococcum crosses to improve the adaptability of cereals. Acta Agronomica Hungarica, 59(3): 267-274. p. Egyéb tudományos művek: Konferencia kiadványok (Proceedings): Mikó P., Löschenberger F., Megyeri M., Vida G., Rakszegi M., Molnár-Láng M. (2014): Responses of bread wheat varieties to different environments. In: Chable et al. (eds.): Diversity strategies for organic and low input agricultures and their food systems. Book of abstracts of Solibam final congress, 7-9. July 2014. SOLIBAM, Nantes, France, 35-36. p. Megyeri M., Mikó P., Molnár I., Taborská J., Pálfi X., Dulai S., Rapi S., Korózs M., Forgó P., Molnár-Láng M. (2014): Functional compounds of einkorn and emmer genotypes. In: Chable et al. (eds.): Diversity strategies for organic and low input agricultures and their food systems. Book of abstracts of Solibam final congress, 7-9. July 2014. SOLIBAM, Nantes, France, 96-97. p. Mikó P., Megyeri M., Molnár-Láng M. (2014): Novel utilization of wild relatives in bread wheat prebreeding. In: Kőszegi, I. (ed.): Advances in plant breeding and biotechnology techniques book of abstracts, 27-29. April 2014. Pannonian Plant Biotechnology Association, Mosonmagyaróvár, Hungary, 59-61. p. Mikó P., Megyeri M., Molnár I., Molnár-Láng M. (2014): Triticum timococcum: vad fajok egyidejű kiaknázása a búzanemesítésben. In: Veisz, O. (ed.): Növénynemesítés a megújuló mezőgazdaságban: XX. Növénynemesítési Tudományos Nap 2014. március 18. MTA Agrártudományok Osztályának Növénynemesítési Tudományos Bizottsága, Budapest, 314-318. p. Mikó P., Megyeri M., Molnár-Láng M. (2013): Development of Triticum timopheevii derived synthetic amphiploid lines for wheat improvement. In: Kőszegi, I. and Pósa, T. (eds.): Our Future book of abstracts. Pannonian Plant Biotechnology Conference for PhD Students in Plant Biology in Connection to the EPSO Fastination of Plants Day, 15. May 2013. Pannonian Plant Biotechnology Association, Keszthely, Hungary, 25-26. p. Mikó P., Megyeri M., Kovács G. (2011): Characterization of Triticum timopheevii gene bank accessions to gain useful materials for organic wheat breeding. In: Veisz, O. (ed.): Climate change: Challenges and opportunities in agriculture. AGRISAFE final conference, 21-23. March 2011. Agricultural Research Institute of the Hungarian Academy of Sciences, Budapest, 90-93. p. 18

Konferencia összefoglalók (Abstracts): Mikó P., Megyeri M., Molnár-Láng M., Kovács G., Rakszegi M., Hiltbrunner J., Löschenberger F. (2013): Comparison of different breeding strategies of cereals through different environments. In: Joint Meeting of EUCARPIA Section Organic and Low-Input Agriculture and EU NUE-CROPS Project, 24-26 September 2013. Georg August Universität, Göttingen, Germany, 23. p. Mikó P., Megyeri M., Kovács G., Molnár-Láng M. (2013): Tetraploid wheat wild relatives as tools of wheat improvement. In: Ortiz, R. (ed.): Pre-breeding-fishing in the gene pool. Abstracts of oral presentations and posters of the European Plant Genetic Resources Conference 2013, 10-13 June 2013. NordGen and SLU, Alnarp, Sweden, 135. p. Mikó P., Megyeri M., Kovács G. (2012): Development of Triticum timococcum to improve wheat breeding materials. EUCARPIA 19 th General Congress. 21-24 May 2012, Budapest, 263. p. Kovács G., Megyeri M., Mikó P., Rakszegi M., Láng L. (2012): Organic breeding of einkorn (Triticum monococum ssp. monococcum): Development of semidwarf variety and its possible use in evolutionary plant breeding. EUCARPIA 19 th General Congress. 21-24 May 2012, Budapest, 444. p. Megyeri M., Mikó P., Kovács G. (2012): A termesztett búza genetikai diverzitásának növelése alternatív gabona fajok felhasználásával. In: Veisz, O. (ed.): XVIII. Növénynemesítési Tudományos Napok Összefoglalók 2012. március 6. MTA Agrártudományok Osztályának Növénynemesítési Bizottsága, Magyar Növénynemesítők Egyesülete, MAE Genetikai Szakosztálya, Budapest, 108. p. Mikó P., Megyeri M., Kovács G. (2011): Improvement of organic wheat breeding materials with the use of Triticum timopheevii gene bank accessions. ECO-PB Breeding Conference 2011: Organic Plant Breeding: What makes the difference? 3-4. November, 2011. Frankfurt am Main, Germany. Abstract in proceedings: Lammerts van Bueren, E.T. et al. (eds.): Organic Plant Breeding: What makes the difference? 10 year s Anniversary Conference 2011. Research Institute for Organic Agriculture (FiBL), Frankfurt, 44-45. p. Mikó P., Megyeri M., Kovács G. (2011): Különböző Triticum timopheevii génbanki tételek vizsgálata organikus nemesítésre alkalmas alapanyagok előállítása céljából. In: Matuz, J. et al. (eds.): XVII. Növénynemesítési Tudományos Napok Összefoglalók 2011. április 27. MTA Agrártudományok Osztályának Növénynemesítési Bizottsága, Magyar Növénynemesítők Egyesülete, MAE Genetikai Szakosztálya, Budapest, 139. p. Mikó P., Megyeri M., Kovács G. (2011): Increasing the genetic variability of Triticum zhukovskyi genetic resources via its reconstruction from the original genome donor species. EUCARPIA conference of the Genetic Resources Section, 5-7. April, 2011. Wageningen, The Netherlands. Abstract in proceedings: van Hintum, T.J.L. (ed.): To serve and conserve, Abstracts of oral presentations and posters of the European Plant Genetic Resources Conference 2011, CGN, Wageningen, 92. p. Megyeri M., Mikó P., Molnár-Láng M., Kovács G. (2011): Utilization of einkorn (Triticum monococcum L. ssp. monococcum) to widen the genetic diversity of cereals. EUCARPIA conference of the Genetic Resources Section, 5-7. April, 2011. Wageningen, The Netherlands. Abstract in proceedings: van Hintum, T.J.L. (ed.): To serve and conserve, Abstracts of oral presentations and posters of the European Plant Genetic Resources Conference 2011, CGN, Wageningen, 90. p. Megyeri M., Mikó P., Kovács G. (2010): Az alakor (Triticum monococcum ssp. monococcum) keresztezhetőségének vizsgálata tetraploid x diploid fajok interspecifikus hibridjeinek előállítása céljából. In: Veisz, O. (ed.): XVI. Növénynemesítési Tudományos Napok Összefoglalók 2010. március 11. MTA Agrártudományok Osztályának Növénynemesítési Bizottsága, Magyar Növénynemesítők Egyesülete, MAE Genetikai Szakosztálya, Budapest, 99. p. 19