DOKTORI (Ph. D.) ÉRTEKEZÉS TAKSONYI PÉTER

Átírás

1 DOKTORI (Ph. D.) ÉRTEKEZÉS TAKSONYI PÉTER PANNON EGYETEM GEORGIKON KAR KESZTHELY

2 2

3 PANNON EGYETEM GEORGIKON KAR, KESZTHELY NÖVÉNYTERMESZTÉSI ÉS KERTÉSZETI TUDOMÁNYOK DOKTORI ISKOLA Doktori iskolavezető: Dr. habil. Kocsis László egyetemi tanár DSc Témavezető: Dr. habil. Kocsis László egyetemi tanár DSc Társ témavezető: Dr. Füzi István Ph. D. Az Erysiphe necator QoI-fungicidekkel szembeni rezisztenciája szőlőültetvényekben Doktori (Ph. D.) értekezés Készítette: Taksonyi Péter Keszthely

4 Az Erysiphe necator QoI-fungicidekkel szembeni rezisztenciája szőlőültetvényekben Értekezés doktori (PhD) fokozat elnyerése érdekében a Pannon Egyetem Növénytermesztési és Kertészeti Tudományok Doktori Iskolájához tartozóan. Írta: Taksonyi Péter Témavezető: Dr. habil Kocsis László egyetemi tanár Elfogadásra javaslom (igen / nem). (aláírás) A jelölt a doktori szigorlaton... % -ot ért el. Az értekezést bírálóként elfogadásra javaslom: Bíráló neve: igen /nem Bíráló neve: igen /nem. (aláírás). (aláírás) A jelölt az értekezés nyilvános vitáján...% - ot ért el. Veszprém/Keszthely,. a Bíráló Bizottság elnöke A doktori (PhD) oklevél minősítése... Az EDT elnöke 4

5 Tartalomjegyzék 1. Kivonatok Magyar nyelvű kivonat Angol nyelvű kivonat Német nyelvű kivonat Bevezetés A vizsgálatok célkitűzései Irodalmi áttekintés A szőlőlisztharmat európai megjelenése és elterjedése A szőlőfajok, fajták lisztharmattal szembeni ellenállóképessége, a fajták rezisztenciamechanizmusai A szőlőlisztharmat kórfolyamata és tünetei A fertőzés környezeti feltételei és a járványok előzményei Védekezés Agrotechnikai védekezés Biológiai védekezés Biotechnológiai védekezés Kémiai védekezés A lisztharmatgombákra hatásos hatóanyagcsoportok és hatóanyagok A QoI hatóanyagcsoport Fungicidrezisztencia A rezisztencia formái A rezisztencia típusai A lisztharmat ellen hatásos hatóanyagok és a rezisztencia A QoI-fungicidekkel szembeni rezisztencia A QoI-rezisztencia következményei a növényvédelmi gyakorlatban Fungicidrezisztencia Magyarországon Molekuláris genetikai vizsgálati módszerek Polimeráz láncreakció (PCR) PASA (PCR amplification of specific alleles) Anyag és módszer Az Erysiphe necator Shwein ellen alkalmazható QoI-hatóanyagok és fungicidek ültetvényben történő összehasonlító vizsgálata A kísérletek helye A kísérletek anyaga A vizsgált szőlőfajták és termesztéstechnológiájuk A vizsgálatba vont fungicidek hatóanyagai A kísérleti terület klímatikus tényezőinek vizsgálata A kísérletek beállítása, lefolytatása Az alkalmazott statisztikai módszerek A szabadföldi kísérletekben használt QoI-fungicidek hatékonyságának in vitro vizsgálata A vizsgálat helye A vizsgálat anyaga A vizsgálat módszere DNS-tisztítás E. necator fertőzött levélminták vizsgálata PCR technikával

6 Primer tervezés a citokróm b gén pontmutációt tartalmazó szakaszára A citokróm b gén allél specifikus felszaporítása PASA primerekkel A DNS fragmentumok elválasztása gélelektroforézissel, és dokumentálásuk Magyarország egyes borvidékeiről származó liszharmatgomba-populációk in vitro vizsgálata QoI-rezisztenciára A kísérlet helye A kísérlet anyaga A kísérlet módszere DNS-tisztítás Magyarország egyes borvidékeiről származó mintákból A Magyarország egyes borvidékeiről származó minták QoIrezisztenciájának PASA módszerrel történő vizsgálata Eredmények A szabadföldi vizsgálatok eredményei A évi vizsgálatok eredményei A évi vizsgálatok eredményei A évi vizsgálatok eredményei Az ültetvényben alkalmazott Erysiphe necator ellen hatásos QoI-hatóanyagok in vitro vizsgálatának eredményei A QoI-rezisztencia molekuláris genetikai vizsgálatának eredményei A QoI-rezisztenciát okozó pontmutációt tartalmazó szekvencia az Erysiphe necatorban A citokróm bc 1 gén rezisztens és fogékony alléljainak megjelenése a vizsgálati mintákban Magyarország egyes borvidékeiről származó liszharmat minták in vitro vizsgálatának eredményei QoI-rezisztenciára A citokróm bc 1 gén rezisztens és fogékony alléljai magyarországi borvidékekről származó mintákban Következtetések, javaslatok A szabadföldi vizsgálatok Önálló QoI-hatóanyagok (I. csoport): QoI-hatóanyagok Plasmopara viticola elleni hatóanyagokkal kiegészített kombinációi (II. csoport): A QoI-hatóanyagok és a Plasmopara viticola elleni hatóanyagok kombinációinak lisztharmatölő hatóanyagokkal való kiegészítése (III csoport): A gyártók komplex permetezési programjai (IV. csoport): A szőlőlisztharmat QoI-rezisztenciájának molekuláris genetikai háttere Összefoglalás Új tudományos eredmények Függelék F. 1. Felhasznált irodalmi források jegyzéke F. 2. A Cserszegtomaji kísérleti telep F. 3. A kontroll csoport években F. 4. A Cserszegtomaji felvételezések és védekezések időpontjai F. 5. A vizsgálati évek időjárási adatai F. 6. A vizsgálatok során alkalmazott eszközök F. 7. A magyarországi borvidékekről gyűjtött minták F. 8. A Cserszegtomajon végzett permetezések alapadatai között

7 1. Kivonatok Magyar nyelvű kivonat A szőlőlisztharmat, melynek kórokozója az Erysiphe necator (Schwein Burr.) elleni védekezés évszázados múltra tekint vissza Európában és hazánkban egyaránt. Számos hatóanyagot alkalmaztak ellene az eltelt idő alatt. A szőlőtermesztésben alkalmazott termesztéstechnikák intenzív technológiába való átfordulásával egyre hosszabb időszakra kell védelmet biztosítania a fungicideknek. Megoldásként erre a felszívódó típusok szolgáltak az 1970-es évektől. A permetszerek felhasználásának módján azonban nem változtattak, a megjelent szabadföldi rezisztencia hatalmas károkat okozott. A szabadföldi rezisztencia megjelenése további növényvédő szerek kifejlesztését eredményezte, köztük az egyik legfiatalabbnak számító, a liszharmatgomba mitokondriális légzését gátló, QoI-hatóanyagok csoportját is. Az ebbe a csoportba tartozó hatóanyagok egy hatáshelyűek (citokróm bc 1 ), ezért az ellenük kialakult rezisztencia keresztrezisztenciát eredményez, azaz a teljes csoport hatástalanná válhat egy védekezési programban, magas károkat eredményezve ezzel a termesztésben. Munkánk során célul tűztük ki, hogy három év alatt igazoljuk: a QoI-hatóanyagok csoportja ellen kialakulhat rezisztencia egy olyan területen, ahol azt korábban nem tapasztalták. Rezisztenciafelmérést végeztünk az ország számos borvidékén, hogy általános képet alkothassunk, az ország szőlőterületeinek rezisztenciaszintjéről. A QoI-hatóanyagok és egyéb fungicidek széles skálájával végeztünk szabadföldi vizsgálatokat. Vizsgálataink során igazoltuk a rezisztencia kialakulását és az egyes hatóanyagok és kombinációik hatásosságának különbségeit. Vizsgálatunk alatt nyomon követtük a rezisztenciaszint alakulását. Rámutatva ezzel arra, hogy akár két év alatt is kialakulhat egy területen súlyos rezisztencia, jelentős anyagi károkat okozva. A rezisztencia igazolására kidolgoztunk egy gyors eljárást, melynek során PASAmódszert alkalmaztunk. A módszer segítségével a termesztésben felmerülő esetleges QoIrezisztenciát gyorsan, akár 2 nap alatt is lehet igazolni vagy cáfolni, lehetőséget adva ezzel a permetezési program vegetáción belüli változtatására, megóvva ezzel az adott évi és a következő éves termést is. 7

8 1. 2. Angol nyelvű kivonat The effect of QoI-fungicide resistant Erysiphe necator in vineyards. Fungicides with a different chemical structure and mode of action were tested in our study against Erysiphe necator (Schwein) Burr. Potentially strobilurin resistant strains were developed in field test during three years. The development of this type of fungicide resistance is faster than the sterol demethylation inhibiting fungicide resistance, however both one sided inhibitor. Most of the cases resistance was associated with the exclusive use of only one product for several years or only one compound was examined. Our results show that only three years of use of strobilurins - all kind what commercially available in Hungary - could be enough to develope less sensitive phenotypes. Most of the published results of strobilurine resistant Erysiphe necator strains discuss the fact from the point of resistant strain has been find, contrary that facts our results show how the resistant strain has been developing in the field. 8

9 1. 3. Német nyelvű kivonat Wirkung auf der QoI-fungicid Resistenz Erysiphe necator in Weingärten In unseren Disszertation haben wir verschiedene Pflanzenschutzmittel benutzt, die gegen Erysiphe necator (Schwein) Burr. wirken. In der drei JährigenUntersuchungszeit haben wir potencielle QoI-resistente Echten Mehltau rasse auf den Landparcellen gefunden. Wir haben entdekt daß die Bildungszeit der Resistantrassen viel schneller ist als bei den sterol biosintesisgrenzenden Wirkungsmittel, trotzdem daß beiden punkt wirkende Inhibitors sind. Wir haben Resistent gefunden wo wir nur einen Wirkungsmittel durch den ganzen Untersuchungsperiod benutzt haben. Unseren Ergebnisse zeigen, daß nur drei Jahre lange direkte Benutzung von strobilurins kann zu resistent Population führen. Wissentschaftliche Artikeln fangen an von den Aussprechen des QoI-resistan populationen. Unsere Untersuchung zeigt wie das im Land herkommen kann. 9

10 2. Bevezetés A szőlőlisztharmat, melynek kórokozója az Erysiphe necator Schwein, ma a világ szőlőtermő vidékeinek talán egyik legismertebb és legelterjedtebb betegsége. Fellépésekor többek között csökken a fotoszintézis, ami közvetlen hatással van a termés mennyiségi és minőségi alakulására. Európai 1845-ös megjelenése óta a szőlészek a termés megóvása érdekében a betegség visszaszorítására törekszenek. Kezdetben megfigyeléseiket alapul véve a természetben rendelkezésre álló anyagokat használták kezdetleges védőeszközül. Az első ilyen eszközt, a ként (bár nem a szőlőben) már 1802-ben gombaölő szerként használták. A kén a védekezés napjainkban is kiemelt jelentőségű eleme. A betegség elterjedésével folyamatosan bővült az eszközül használható vegyszerek sora. A fungicidek felhasználásának múltja 200 évre tekint ugyan vissza, de a rezisztencia kérdése csak a felszívódó tulajdonságú készítmények megjelenése óta vált kiemelt jelentőségűvé. A növénytermesztésben és a kertészetben a kontakt gombaölő szerek használata nem biztosított hosszú távú védelmet a kórokozókkal szemben, mivel hatástartamukat nagyban befolyásolták az időjárási tényezők. Szükség volt olyan hatóanyagokra, melyek ezeket a problémákat kiküszöbölve segítik a termelés folyamatát. Erre a szisztémikus fungicidek nyújtottak megoldást. A felszívódó szerek gyakorlati alkalmazását követően, azok különböző specifikus hatásmódja miatt, rövid időn belül megjelentek a kórokozóknak azon populációi is, melyek az alkalmazott hatóanyagokkal szemben rezisztensek. Ez eleinte a védekezések eredményességének csökkenésével, később elmaradásával járt. Az eredménytelen védekezés és a hatástalanság legfőbb oka a hatóanyagok egyoldalú alkalmazásában rejlett. A fungicidrezisztencia a gyakorlati növényvédelem hatékonyságát veszélyeztető jelenség. A specifikus hatásmóddal bíró fungicid-hatóanyagokkal szemben a legkülönbözőbb rendszertani helyű növénypatogén gombáknak a szer rövidebb-hosszabb ideig tartó rendszeres alkalmazása következtében rezisztens populációi szelektálódnak ki. A fungicidrezisztenciát az 1960-as években még alig említi a szakirodalom. Ezekre az évekre tehető a legtöbb új felszívódó hatású fungicid megjelenése. Az 1970-es évektől azonban már gyakrabban találkozhatunk vele, napjainkra pedig valóságos fenyegetéssé nőtte ki magát a növényvédelmi gyakorlatban. Az Európai Unió szabályozásának következtében a korábban több száz növényvédelmi célra felhasználható hatóanyag néhány százra csökkent. Ennek oka az emberi szervezetre 10

11 különösen veszélyes hatóanyagok termelésből való kizárása volt. Többek között ezek az intézkedések vezettek oda, hogy a növényvédőszer-gyártó cégek egyre több hatóanyagot fejlesztenek ki a természetben megtalálható vegyületek mintájára. Így született meg a QoIfungicidek csoportja is. A QoI-fungicidek a gombák mitokondriális légzését gátolják. Nevüket is innen kapták: QoI = Quinone outside Inhibitors. A QoI-fungicidek egy hatáshelyű gombaölőszerek, ezért velük szemben nagy a rezisztencia kialakulásának esélye. A rezisztencia természetes mutáció eredménye. A rezisztens mutánsok arányának növekedése a gombaölő szer hatékonyságának csökkenését jelzi. Vizsgálatainkba igyekeztünk széles körben bevonni a szőlőtermesztésben használatos fungicideket és a gyártók technológiai ajánlásait. 11

12 2. 1. A vizsgálatok célkitűzései A Pannon Egyetem Georgikon Karán megkezdett kutatások a szőlőlisztharmat elleni védekezésre használt QoI-fungicidek hatékonyságának felmérésére és ezek ésszerű használatának, növényvédelmi technológiába illesztésének kidolgozására irányultak. Célul tűztük ki a rezisztencia kialakulásának és az egyoldalú szerhasználat következményeinek tanulmányozását, továbbá a QoI-rezisztencia gén szintű igazolását. Munkánk során az alábbi célkitűzéseket tartottuk fontosnak: -a QoI-fungicidek szőlőlisztharmat elleni hatékonyságának vizsgálata olyan területen, ahol az Erysiphe necator populációi e hatóanyagokkal szemben még szenzitívek, -az Erysiphe necator QoI-fungicidekkel szembeni rezisztenciája kialakulásának nyomon követése, -az E. necator QoI-fungicidekkel szembeni rezisztenciájának igazolása genetikai szinten, -a lisztharmatgomba QoI-fungicidekkel szemben rezisztens populációi magyarországi elterjedtségének felmérése, -a szőlőlisztharmat elleni eredményesebb védekezés érdekében hatékony technológiai javaslatok kidolgozásának megfogalmazása. 12

13 3. Irodalmi áttekintés A szőlőlisztharmat európai megjelenése és elterjedése. A szőlőlisztharmat kórokozója az Uncinula necator (Schw.) Burrill. (syn.: Oidium tuckeri Berk.) aszkuszos gomba, mely a gombák országában a valódi gombák törzsén belül az Ascomycetes osztály Erysiphales rendjébe tartozik (Salomon 1900). A kórokozó tudományos elnevezése Erysiphe necator Schwein (Braun és Takamatsu 2000) a legújabb taxonómiai vizsgálatok alapján. Az E. necator obligát biotróf gomba, amely a Vitaceae család tagjainak bármely zöld növényi részét képes fertőzni (Délye et al. 1999). A lisztharmatgombát Észak-Amerikából, feltehetően szőlővesszőkkel hurcolták be Európába (Bulit és Lafon 1978). Angliában üvegházi szőlőn Tucker figyelte meg először 1845-ben ben Franciaországban is megtalálták, legelőször Berkeley tanulmányozta és írta le Oidium tuckeri néven (Csorba és Berend 1965) re pedig már Franciaország minden szőlővidékén megtelepedett. Ugyanebben az évben Spanyolországban és Olaszországban is megjelent (Viennot-Bourgin 1949). Hazánkban valószínűleg 1853 táján telepedett meg (Moesz 1923), de csak 1893-ban Kecskemét környékén okozott jelentősebb kárt. Ma már Földünk minden jelentősebb szőlővidékén ismert. A gomba kezdeti megjelenését hatalmas gazdasági károkkal kísért pandémiás járványok követték. A pandémia ereje később fokozatosan gyengült és a járványok endemikus formát vettek fel (Szepessy 1977). Az 1990-es évektől az Egri és a Szekszárdi borvidéken átlagban minden második esztendőben járvány alakult ki (Dula és Füzi 2010). 13

14 A szőlőfajok, fajták lisztharmattal szembeni ellenállóképessége, a fajták rezisztenciamechanizmusai Az Erysiphe necator mint ektoparazita gomba a szőlő minden zöld növényi részét (levél, hajtástengely, fürtkocsányzat, bogyó, kacs) fertőzheti. Egyes évjáratokban a megfelelő védelem hiányában akár teljes termésveszteséget is okozhat, melyet súlyos lomb- és hajtáskárosodás kísér (Molnár 1914; Csorba és Berend 1965; Lehoczky és Reichart 1968; Kaptás és Makó 1993; Füzi 1994). Ha a szőlő és az Erysiphe necator kapcsolatát említjük, a kép heterogén formát mutat, az abszolút fogékony fajtáktól egészen a teljesen ellenálló fajtákig mindent megtalálhatunk. A Vitaceae családon belül a Tetrastigma, Cissus és Parthenocissus nemzetségek fajai nagyon ellenállók az E. necatorral szemben (Boubals 1961). Míg a Vitis nemzetség minden faját fertőzheti, legfogékonyabb a Vitis vinifera, ezen belül azonban az egyes fajták fogékonysága különböző. A Vitis és egyes rokon nemzetségek fajai, amelyek kialakulásuk óta együtt éltek a lisztharmattal a koevolúció hatásaként rezisztenssé váltak. Az Európában termesztett szőlőfajták teljesen védtelenek a lisztharmatfertőzésekkel szemben. A Vitis vinifera fajtáinak Erysiphe necatorral szembeni fogékonysága Santomauro és mtsai (1995) kutatásai alapján poligenikusan meghatározott tulajdonságra vezethető vissza. Mivel az észak-amerikai szőlőfajok lisztharmatrezisztenciája (koevolúció) poligénes rendszerben öröklődik, ezért nehéz egy genotípusban kombinálni a magas fokú rezisztenciákat a szintén poligénikusan öröklődő minőséggel. Észak-amerikai vad fajok felhasználásával rezisztens tömegborszőlő-fajtákat állítottak elő (franko-amerikai hibridek) a XX. században francia nemesítők. Bár az amerikai fajok ellenállóbbak, a Vitis riparia és a Vitis berlandieri nyár végén erősebben fertőződhet. A Vitis rupestris, Vitis labrusca, Vitis aestivaiis és Vitis cinerea fogékonysága kisebb mértékű (Arnaud és Arnaud 1931). A Muscadinia rotundifolia faj monogénesen örökíti a lisztharmatrezisztenciát és más kórokozókkal szemben is immunis vagy ellenálló. A Vitis vinifera fajtákat Erysiphe necatorral szembeni ellenálló képességük alapján rezisztenciafokozatokkal is jellemezték. Az alábbi skála alapján öt jól elkülöníthető fokozatot határoztak meg: nagyon gyenge (1), gyenge (3), közepes (5), magas (7) és igen magas (9). A fajták pontosabb besorolhatósága érdekében átmeneti fokozatokat (2, 4, 6, 8) is megjelöltek (Szőke 1996). 14

15 Kozma és Dula (2003) laboratóriumi vizsgálatok során egyes szőlőhibridek lisztharmattal szembeni érzékenységét 4 fokozat (1-immunis, 2-3-rezisztens, 4-fogékony) szerint értékelték.a lisztharmat-fogékonyság a szőlőfajták esetében eltérően jelentkezhet a lombozat és a fürtök tekintetében (Füzi 2001). A szőlőfajtákon belül kétféle rezisztencia-mechanizmus ismert: a koevolúcióval kialakuló gén-génnel szembeni rezisztencia (gazda), illetve a nemgazda kórokozókat távol tartó általános rezisztencia. A mechanizmus leírásához kevés adat áll még rendelkezésre (Hoffmann 2008). A nemgazda rezisztencia a nem-specifikus, az általános rezisztenciának az a változata, mellyel egy növényfaj összes egyede rendelkezik a potenciálisan patogén mikróbák összes biotípusával szemben. Ezért a nemgazda rezisztencia a növényekben leggyakrabban előforduló rezisztencia típus. Ezzel szemben a gazda (host) rezisztencia a fogékony növényfaj egyes rezisztens genotípusú egyedeiben fejeződik ki, általában kórokozó specifikus és azon belül bizonyos genotípusokkal szemben lép működésbe (Hoffmann 2008). A gazda rezisztencia gyakran egy (R) géntől függ, melynek terméke közvetlenül, vagy közvetetten a kórokozó specifikus elicitor molekuláival lép kölcsönhatásba, vagy poligének együttes hatásának eredménye. A rezisztenciát általában a HR-rel azonosítják, mely gén-génnel szembeni kölcsönhatás eredménye (Flor 1971; Heath 2001, Hoffmann 2008). A gazda típusú rezisztenciánál a biotróf gombák gazdanövény fajai gyakran magasfokú polimorfizmust mutatnak a rezisztencia-fogékonyság terén az adaptálódott kórokozó izolátumaival szemben (Hoffmann 2008). A hazai viszgálatokat nagy figyelem kíséri nemzetközi szinten is, melynek keretein belül a Kismis vatkana-val folytatott rezisztenciára nemesítés folyik. A Kismis vatkana-lisztharmat viszonyában az általános rezisztencia működése ellen szól, hogy mikroszkópos megfigyelések alapján a Kismis vatkana védekezési reakciója az első három napban nem különbözött egy fogékony fajtától sem és csak később gátolta meg a lisztharmat fejlődését. A fő különbség a lisztharmatfélék gazda és a nemgazda rezisztenciája között az, hogy amíg a gazda rezisztenciánál főleg a hausztórium kialakulása után, addig a nemgazda rezisztenciánál már a hausztórium megjelenése előtt és általában HR (hiperszenzitív reakció) nélkül létrejön a növény válaszreakciója. A sejtfal a nemgazda védekezés első színhelye, mely meghatározó a fertőzés kimenetele szempontjából (Heath 1997; Zimmerli és mtsai 2004). A kórokozó penetrációs kísérlete sejtfal átrendeződést indukál az appresszórium alatt (Panstruga és Schulze-Lefert 2002). A Kismis vatkana nem gátolta meg a kórokozó behatolását a sejtfalon, mivel késett a védekezési reakció, sőt az első 15

16 hausztórium is működőképes volt, táplálta a gombát. A lisztharmat fejlődésének blokkolására csak ezután került sor ismeretlen mechanizmusok következtében (Hoffmann, 2008) A szőlőlisztharmat kórfolyamata és tünetei A tömlős gombák ivartalan és ivaros szaporodásában résztvevő szervek morfológiailag igen eltérőek lehetnek, valamint térben és időben is elkülönülhetnek egymástól. Az ivartalanul (konídiumokkal) és ivarosan (aszkospórákkal) is szaporodó, azaz anamorf és teleomorf alakkal egyaránt rendelkező Erysiphe necatort pleomorfizmussal jellemezhetjük. Az E. necator obligát parazita (biotróf) (Halleen és Holz 2001), táplálékfelvétele hausztóriumok segítségével történik, melyek a megtámadott növény epidermiszébe és a belső szöveteibe hatolnak (Kiss 1998). Az E. necator primer fertőzései hazánkban két formában jelentkezhetnek, melyek a telelés módjától függőek. A kórokozó két áttelelő alakja ismert: a beteg rügyekben meghúzódó micélium, és az aszkospórákat hordozó kazmotécium (Pearson és Gadoury 1987; Kiss és Szentiványi 2003). A lisztharmatgomba ivaros telelőképletét a korábbi taxonómiai ismeretek alapján nevezhetjük kleisztotéciumnak, azonban ezt az elnevezést sokkal szigorúbban is definiálhatjuk. A kleisztotécium sensu stricto primitív termőtesteit szabálytalan elrendezésű non-perzisztens aszkuszaikról azonosítják. Másrészről a lisztharmatgombák aszkuszai néhány esetben inkább peritéciumszerűek, amikor az aszkuszuk szabályos fejlődési stádiuma eléri a hymenális szakaszt, de itt hiányzik róluk a peritéciumon megtalálható osztiólum. Ezért az Erysiphe necator termőtesteinek megnevezésénél nem használható sem a kleisztotécium, sem a peritécium elnevezés, az általános aszkusz elnevezés azonban elfogadott. Ha speciális elnevezés szükséges, a kazmotécium ajánlott (Braun és mtsai 2002; Kiss és Szentiványi 2003). Tavasszal, fakadás után egyes fertőzött rügyekből (amelyekben a kórokozó gomba hifa alakjában telel) fertőzött hajtások fejlődnek, ezek a primer, elsődlegesen fertőzött hajtások (Istvánffi 1906; Yossifovisch 1923; Boubals 1961; Délye és mtsai 1997, 1998, 1999). A beteg rügyek általában később fakadnak ki, mint az egészségesek (Sall és Wrysinski 1982) és csökevényes hajtások ( zászlós hajtások ) fejlődnek ki belőlük, melynek felületét sűrűn átszövi a gomba szövedéke. A zászlós hajtások az egymást követő években gyakran ugyanazokon, vagy az egymáshoz közeli tőkéken figyelhetők meg. Legtöbbször a termővesszők alapi, vagy középső rügyeiből törnek elő és nagy mennyiségekben képződnek rajtuk a másodlagos fertőzést okozó konídiumok. Mivel elszórtan helyezkednek el a szőlőkben, a róluk induló fertőzés is mindig gócos marad. A gomba telelésének ez a formája 16

17 az utóbbi években egyre ritkábban fordul elő, járványtani szempontból hazánkban nincs jelentősége (Dula és Füzi 2010). A világ egyes szőlőtermő területein ma is gyakori a micéliumok rügyben történő áttelelése (Haas és Denzer 1994). A micéliumos áttelelés leginkább azokon a területeken jellemző, ahol a tél enyhe, azaz csak bizonyos földrajzi régiókban pl. Európa délebben fekvő területein, Indiában és Ausztráliában (Sall és Wrysinski 1982; Pearson és Gärtel 1985; Rügner és mtsai 2002). A telelő gombafonalak ugyanis -13 C alatt elpusztulnak (Kast, 1992; Rügner és mtsai 2002). A kórfolyamat beindulásának másik, hazánkban (Füzi 1999, 2003) és a kontinensen (Willocquet 1994) általánosan elterjedt módja a teleomorf alakkal, azaz a kazmotéciumokból kiszabaduló aszkospórákkal történő fertőzés. A kazmotéciumok az aszkuszokat hordozzák, áttelelnek és tavasszal cseppfolyós víz jelenlétében felrepedve az aszkuszokból kiáramló aszkospórák segítségével indítják meg a fertőzési folyamatot (Kiss 1998). A kazmotéciumokkal történő átteleléskor az aszkospórák egyenletes fertőzöttséget okoznak (Jailloux és mtsai 1998; Délye és mtsai 1997, 1998, 1999). A szőlőtőkék több éves részeinek kérgén áttelelt kazmotéciumokból kiszóródó aszkospórák a tőketörzshöz, a kordonkarhoz legközelebb eső, arra szinte ráboruló levelek fonákára kerülnek, ott kicsíráznak és bekövetkezik a primer fertőzés (Dula és Füzi 2010). A spóraszóródás 20 C körüli hőmérsékleten a legintenzívebb (Jailloux és mtsai 1998). A betegség lappangási ideje a hőmérséklettől függ. Legrövidebb (mindössze 7 nap) C körül, ettől lefele illetve felfele egyre hosszabbodik Az inkubációs idő lejárta után a levelek fonákán láthatóvá válnak a primer fertőzés tünetei néhány mm átmérőjű lisztharmattelepek formájában. Az aszkospórák tág hőmérsékleti határok között (5-31 C) és cseppfolyós víz jelenlétében is kicsíráznak (ellentétben a konídiumokkal). A gombaszövedéken nagy számban képződnek konídiumok, melyek a másodlagos fertőzések okozói (Dula és Füzi 2010). Az aszkospórás fertőzés kedvező meteorológiai feltételek mellett járványos méreteket is ölthet (Schneider és mtsai 1998). A kórfolyamat többnyire már a virágzás előtt megindul. Az Erysiphe necatornak a másodlagos fertőzésekhez inkább melegre, mint nedvességre van szüksége (Delp 1954). A konídiumos fertőzés eredménye néha már május végén észlelhető a leveleken (Schmidt 2006). A konídiumok csírázásához magas páratartalom szükséges (Barra 1962). Szétterjedésüket a szél, a kisebb esők és a lombozat megmozgatása segíti (Willocquet és Clerjeau 1998). A levegő páratartalma nincs hatással a terjedésükre. Csírázás után sűrűn elágazó színtelen gombafonalak fejlődnek a konídiumokból. Ezek nem hatolnak a levelek szövetébe, csupán azok felületén terjeszkednek, azt sűrűn behálózzák és sajátságos képződménnyel, az appresszóriummal tapadnak azokhoz. A tapadófelületből kis 17

18 nyúlványok a bőrszövet külső falán keresztül az epidermisz-sejtekbe hatolnak, majd ott megnagyobbodnak és hausztóriummá alakulnak. A tápanyagok ezeken keresztül jutnak a kórokozó gomba testébe (Lehoczky és Reichart 1968). A behatolás helyén az epidermisz sejtjei megbarnulnak, egyes esetekben parasejtek képződnek. A felületen terjeszkedő gombafonalakból számos helyen merőlegesen kiemelkedő leágazásokon anyasejtek képződnek. Az anyasejteken egyesével 5-8 fertőzőképes színtelen konídium fűződik le, amelyek néha hosszabb-rövidebb láncot képeznek. A gazdagon elágazó gombafonalak és a konídiumok tömege a beteg növény felületén fehér, vagy szürkésfehér, finom, lisztes, poros réteget alkot. Ez a felületi réteg közelről jól érezhetően áthatóan dohos, gombaszagú (Viennot -Bourgin 1949). Az E. necator kedvező körülmények esetén egy vegetációs periódusban akár folyamatosan is fertőzhet. A szőlőn kialakuló betegség mértékét nagyban befolyásolja a fertőzés időpontja, ami meghatározhatja a betegség éven belüli lefolyását és nagy hatással lehet a termés mennyiségére. A súlyosan megbetegített fiatal levelek pöndörödnek, kiszáradnak. A bogyók károsodása annál jelentősebb, minél fiatalabb korban támadja meg őket a gomba. A fürtök egyes években már korán, virágzáskor fertőződnek és elhalnak. A fiatalon fertőződött bogyók bőrszövetének növekedése megáll, felületük parásodik, szétreped, magvaik kitüremkednek ( sérves bogyó ). Az idősebb korban bekövetkezett fertőzés nem repeszti szét a bogyókat. A bogyók ontogenetikai ellenállóságának kialakulása után a fürtkocsányzat még hosszú időn keresztül fertőződhet (Dula és Füzi 2010). A szőlő levelei a tenyészidőszak végéig, a bogyók ugyanakkor csak rövid ideig, a virágzás kezdetétől számítva 4-5 hétig fogékonyak a lisztharmatra. Egy adott ültetvényre nézve ez az időtartam hosszabb, mivel a különböző helyzetű bogyók (fürtök) eltérő ütemben fejlődnek, de napnál nem több. A leveleknek a tenyészidőszak első felében a fonáka, második felében pedig a színe fertőződik erősebben (Dula és Füzi 2010). A levelek színén és fonákán a betegség kezdeti szakaszában a lisztharmatos foltok halvány-zöldessárgák, átmérőjük 4-8 mm. A tünetek később az egyéves vessző felületén is jól láthatók. A súlyosan fertőzött hajtás bőr-, illetve kéregszövete teljesen megbarnul, megfeketedik, majd elhal és finoman felrepedezik. Az áttelelést szolgáló ivaros termőtestek, a kazmotéciumok már a nyár közepén megjelenhetnek a lisztharmatgomba szövedékével bevont növényi részeken. A fertőzés előrehaladtával az Erysiphe necator ivaros folyamatában résztvevő hifák két párosodási típusának (kompatibilis hifák) találkozása idézi elő a telelőképletek kialakulását (Gaduory és 18

19 Pearson 1988; Füzi 2003). A kazmotéciumok nagy tömegben a kémiai védelem megszünte után képződnek a fertőzött növényi részeken, elsősorban a lombozaton (Diehl és Heintz 1987; Gadoury és Pearson 1990; Pezet és Bolay 1992; Munshi és mtsai 1996; Cortesi és mtsai 1997, Schneider és mtsai 1998; Steinkellner 1998). A termőtestek beérésének időtartama optimális hőmérsékleten (20 C) nap. Érésük során a kazmotéciumok átmérője folyamatosan növekszik, teljesen beérett formájukban fekete színűek. Az érett kazmotéciumok átmérője m, felületükön hosszú, pásztorbot alakú, kapaszkodásra alkalmas függelékek képződnek, belsejükben 2-8 tömlő, azokban pedig 2-8 ovális, hozzávetőlegesen 10x20 m átmérőjű aszkospóra alakul ki. Az ép termőtestek átlagosan aszkospórát tartalmaznak. Az érett termőtestek kapcsolata a lisztharmatteleppel megszűnik, csapadék hatására könnyen lemosódnak a lombfelületről. Ennek során egy részük fennakad a tőkék fás kérgén a kapaszkodásra alkalmas függelékeivel, és épségben áttelel. A talajra lemosódott kazmotéciumok tavaszig teljesen elkorcsosodnak, szerkezetük szétesik (Gadoury és Pearson 1990). A kórokozó terjedése kazmotéciumokkal szél útján is lehetséges, ennek jelentősége hazánkban nem ismert (Dula és Füzi 2010) A fertőzés környezeti feltételei és a járványok előzményei A lisztharmatgomba fejlődését befolyásoló környezeti tényezők közül sorrendben legfontosabb a hőmérséklet, a légnedvesség és a fény (Yarwood 1957), míg a csapadék és a harmat hatása kifejezetten kedvezőtlen. Az Erysiphe necator melegigényes, ennek ellenére konídiumai 4-5 C hőmérsékleten már csíráznak, bár a csírázás és a hifa fejlődése lassú ütemű. A hőmérséklet emelkedésével a gomba fejlődése meggyorsul, legerőteljesebb C-on. Ezen a hőmérsékleten a konídium másfél óra múlva már csírázik, és a fertőzéstől az újabb konídiumok megjelenéséig mindössze 5 nap szükséges (Barra 1961; Lehoczky és Reichart 1968). A 30 C fölötti hőmérséklet már kedvezőtlen, a C hatása pedig a gomba elhalását okozhatja (Delp 1953). Optimális hőmérsékleten, C-on, a magas páratartalom (87-92% relatív légnedvesség) kétségtelenül kedvező a gomba fejlődésére (Brebion 1951). Az ennél alacsonyabb hőmérsékleten az alacsony páratartalom csak mérsékelten korlátozó tényező, mert a növény felületének párolgása kiegyenlíti, ellensúlyozza az alacsony légnedvesség hatását és a felületen élő (ektofiton) gombát mentesíti a kedvezőtlen hatásoktól. Az eső hatása kedvezőtlen, mert a konídiumok lemosódnak a felületről, másrészt (feltehetően a nagy ozmotikus érték miatt) nagyobb a konídiumok vízfelvétele, ami a sejtek felrepedését okozhatja (Delp 1953). 19

20 Szórt megvilágítás mellett a kórokozó jobban fejlődik, a közvetlen napsugárzást azonban nem kedveli. A tőkék belsejében, az árnyékoltabb felületen erőteljesebb a kórokozó gomba fejlődése, mégis a naponkénti 8-12 órás napsütés fokozza a gomba növekedését és a konídiumok csírázóképességét. Lehetséges, hogy a napfény a növényre kedvező hatásán keresztül érvényesül, és így indirekt úton növeli a gomba életképességét (Yarwood 1936; 1957). A közvetlen napsugárzás kedvezőtlen, és 3-4 órán át tartó hatására a konídiumok elveszítik csírázóképességüket (Blumer 1933) az ultraviola sugárzás erősségével összefüggésben (Willocquet és mtsai 1996). A primer fertőzéshez két feltételnek kell egyidejűleg teljesülnie: hogy az aszkospórák kiszóródjanak a kazmotéciumokból és a termőtestek átteleléséül szolgáló kéregrészekhez közel eső levelek már kellőképpen fejlettek legyenek. A tőkék kérgén áttelelt termőtestek felrepedését elősegíti, ha a telelés során száraz és csapadékos időszakok gyakran váltogatják egymást. Az aszkospóraszóródás akkor indul meg, ha legalább egy-két mm eső esik, és közben a hőmérséklet nem süllyed 10 C alá (Gadoury és Pearson 1990). Legkedvezőbb a C-os hőmérséklet, ilyenkor mindössze 5 és fél órán keresztül kell a növényfelületnek nedvesnek lennie a spóraszóródás beindulásához. Ha a spóraszóródás feltételei teljesülnek, az legtöbbször egyben fertőzést is jelent. A szőlő rügyfakadása és virágzása közti időszakban ezek a feltételek többször is teljesülnek. Ha a rügyfakadást követően hosszú időn át kedvezőtlenek a spóraszóródás környezeti feltételei a primer fertőzés nemcsak hogy késik, hanem folyamatosan gyengül is. Mindez két esetben következhet be. Ha nagyon hűvös az idő, és a csapadékos periódusban a hőmérséklet nem éri el a 10 C-ot, vagy ha tartós szárazság miatt a kellő nedvességborítottság nem jön létre. Előfordulhat az is, hogy az aszkospórák zöme már a lombosodás előtt kiszóródik, ilyenkor csökken a fertőzés veszélye (Dula és Füzi 2010). Ahogy az aszkospórás fertőzésből eredő első lisztharmattelepeken megjelennek a konídiumok, megkezdődik a másodlagos fertőzés. A további primer infekciónak már nincs jelentősége, mivel a konídiumok jóval nagyobb fertőzési potenciállal rendelkeznek. A lisztharmatgomba konídiumai miután leváltak tartóikról, csak rövid ideig csírázóképesek és legtöbbször keletkezési helyük közvetlen közelében okoznak fertőzést. Nagyobb távolságra csak elenyésző hányaduk jut el. Mivel az aszkospórák terjedése is korlátozott, a fürtök megbetegedése szempontjából a helyben képződött inokulumnak van jelentősége. Ez azt jelenti, hogy olyan ültetvényekben, ahol a gomba nem telelt át, ott besodródás útján súlyos bogyófertőzés a fogékony állapot rövidsége (40-52 nap) miatt nem tud kialakulni. A 20

21 bogyófertőzés időszakában (általában május végétől július közepéig) a konídiumos fertőzés feltételei hazánkban szinte minden nap adottak (Dula és Füzi 2010). Az Erysiphe necator heterotallikus gomba. Termőtestjeinek képződése akkor indul meg, ha a két párosodási típus hifái találkoznak. A fertőzöttség súlyosságától függően nő vagy csökken az eltérő párosodási típusok találkozásának esélye. Minél súlyosabb a fertőzöttség, annál több kazmotécium keletkezhet (Gadoury és Pearson 1988). A kazmotéciumképződés során a lisztharmatgomba a száraz, meleg időjárást kedveli. Hűvös, csapadékos körülmények között ugyanis fejlődése lassúbb, valamint a telepeit és kazmotéciumait is parazitáló Ampelomyces-fajok felszaporodhatnak és jelentősen csökkenthetik az inokulum mennyiségét. A beérett termőtestek lemosódása a lombozatról a lombhullás előtti időszakban hullott csapadék mennyiségétől függ. A kazmotéciumok áttelelésének az enyhe és nem túl száraz időjárású nyugalmi periódus kedvező. A termőtestek egy része ilyenkor nem csak a tőkék kérgén, hanem a lehullott leveleken is épségben fennmaradhat tavaszig (Dula és Füzi 2010). A lisztharmatjárványok előzményei általában hónapra, de néha akár több mint egy évre is visszanyúlhatnak (Lehoczky és Reichart 1968). A járványveszély alakulását egyegy nagyobb területű ültetvényben vagy akár egy egész termesztési tájon az határozza meg, hogy milyen gyakori és a szőlő fejlettségéhez képest mennyire korai a primer fertőzés. A primer fertőzés gyakorisága az áttelelt kazmotéciumok mennyiségétől és azok aszkospóráinak fertőzőképességétől, a koraiság pedig attól függ, hogy az aszkospóraszóródás időjárási feltételei mikor teljesülnek. Az áttelelt kazmotéciumok mennyiségét két tényező befolyásolja. Egyrészt az, hogy hány termőtest képződik a vegetáció során, másrészt pedig az, hogy ezek közül mennyi mosódik le a tőkék kérgére. Ebben is az időjárásé a főszerep vagyis, hogy milyenek a termőtestek képződésének és lemosódásának körülményei (Dula és Füzi 2010). Járványkitörésre azokban az években kell számítani, amikor az előző évi kazmotéciumképződéstől az aszkospóraszóródásáig minden időszakban kedvező feltételek alakulnak ki a gomba számára. Ha tartósan kedvezőtlen az időjárás, az a járvány erejét teljesen megtörheti. 21

22 3. 4. Védekezés Az Erysiphe necator elleni védekezés alapja a megelőzés, ami nem csak a kémiai anyagok alkalmazásában merül ki, számos agrotechnikai és biológiai megoldást is magába foglal. Járványveszély esetén, vagyis olyankor, amikor a szőlőtőkék kérgén nagy mennyiségű kazmotécium telelt át, és az aszkospórák kiszóródásának feltételei korán teljesülnek, már április végén május elején el kell kezdeni a védekezést. Az E. necator ellen kontakt és szisztémikus hatóanyagú fungicidekkel védekezhetünk (Dula és Kaptás 1995). Az eredményes védekezés feltétele a kiegyensúlyozott, harmonikus tápanyagellátottság (Loch és Nosticzius 2005). A kalcium ellenállóbbá teszi a növényt, ugyanakkor növeli a fogékonyságot a N-túltrágyázás és a tőkék zöldmunkájának hiánya (Glits és Folk 2000; Dula és Füzi 2010) Agrotechnikai védekezés A szőlő növényvédelme a telepítéskor kezdődik. Az ideális terület a szőlő igényeinek megfelelő. Nem célszerű a telepítés mélyen fekvő fagyzugos, erdőkkel körülvett területen. Az ültetvény tájolása befolyásolhatja a termőkorban kialakuló fertőzési viszonyokat, ezért annak szakszerű megválasztása nemcsak hatékonyabbá, de költségkímélőbbé is teheti a növényvédelmet (Kozma 1993). A szőlő lisztharmatgombája elleni védekezés alapvető feltételének tekinthetjük a szellős tőkenevelést és a vékony lombfal kialakítását a termesztés során. Ezt a metszésmód és a térállás szisztematikus alakításával érhetjük el. Fontos az önárnyékolás elkerülése, illetve a lombfal könnyű permetezhetőségének biztosítása. Elkerülhetetlen a rendszeres ültetvényvizsgálat, különösen a fogékony fajtájú ültetvényekben. Az ültetvény gyomszabályozása kiemelt jelentőséggel bír a termőre fordult szőlőben. A gyomflóra nyújtotta élettér megfelelő környezetet biztosíthat mind a gomba-, mind az állati kártevőknek. Az ültetvényt ezért célszerű gyommentesen tartani (Kozma 1993). A művelésmódnak megfelelő, időben és szakszerűen elvégzett zöldmunka sokat segíthet a fertőzés mérséklésében és a permetezések hatékonyságának növelésében (Dula és Kaptás 1995). A felesleges hajtásokat célszerű arasznyi méretüknél eltávolítani (Kozma 1993). Kerülni kell a túlzott nitrogéntrágyázást (Szőke 1996). A kiegyensúlyozott tápanyagellátás nagymértékben meghatározza ültetvényünk egészségét. Fokozott figyelmet kell fordítani az elhanyagolt, nem művelt szőlőterületek szomszédságában fekvő ültetvény védelmére. A 22

23 termő ültetvény metszését célszerű nyugalmi állapotban végezni és a levágott nyesedéket az ültetvényből eltávolítani, majd megsemmisíteni (Kozma 1993) Biológiai védekezés A lisztharmatgombák természetes ellenségeinek alkalmazásával csökkenthetjük a kártétel nagyságát. Az Ampelomycesek a lisztharmatgombák elleni biológiai védekezésben is felhasználhatók. Alkalmazásuk különösen az üvegházi termesztésben látszik perspektívikusnak egyes zöldségfélék lisztharmatai ellen (Vajna 1987; Fischl 2000). Szabadföldi felhasználásuk akadályokba ütközik, azonban használatuk pl. az Erysiphe necator ellen előnyökkel járhat. Az Ampelomyces-fajok jól viselik a legtöbb gombaölő szerben alkalmazott hatóanyagot, amelyeket az üzemi védekezéseknél használnak. A kémiai védekezés azonban jelentősen befolyásolja a gazdagomba járványdinamikáját és így közvetlen hatással van az Ampelomycesek előfordulására is. A kazmotéciumokat parazitáló Ampelomycesek gyakorlati jelentősége abban áll, hogy fellépésük nyomán csökken az áttelelő inokulum mennyisége és a következő évi fertőzési nyomás (Füzi 1999) Biotechnológiai védekezés A szőlő védelmének egyik leginkább összetettebb védekezési formája a rezisztenciára nemesítés. Rezisztens szőlőfajták alkalmazásával nem csak eredményesebben védehetnénk meg a termésünket, de jelentős mértékben csökkenthetnénk a környezetterhelést is. A rezisztens szőlőfajták alkalmazásának korábban igen nagy fékező ereje volt azok organoleptikus tulajdonsága, mára ez azonban egyre inkább megoldottnak tűnik (Hoffmann 2008). A rezisztencianemesítés egyik célja az ideális szőlőfajta előállítása, ami ma még nem megoldott. A nemesítés céljából különböző szőlőfajok géntartalékainak feltérképezése zajlik. Jelentős géntartalék található Kelet-Ázsiában. Közülük a Vitis amurensis a legkiemeltebb. Kimagasló fagytőrése mellett a fajon belül található peronoszpóra-rezisztens forma is, amely tovább növelte a peronoszpórára történő nemesítés lehetőségeit. A Muscadinia rotundifolia Észak-Amerika szubtrópusi, trópusi területein élő faj, mely a Vitisfajokkal távolabbi rokonságban áll. Kitőnő rezisztenciaforrás a szőlőt károsító legtöbb kórokozó és kártevő elleni nemesítésben. A Vitis vinifera fajtáiban fellelhető rezisztenciaforrások további lehetőséget jelentenek a tartós rezisztenciák kialakításában (Hoffmann 2008). Az FVM Pécsi Szőlészeti és Borászati Kutató Intézetének 23

24 rezisztencianemesítési programjában mind a három rezisztenciaforrás felhasználásával úttörő kutatások zajlanak Kémiai védekezés A kémiai védekezés napjainkban sem különbözik a szőlészetben korábban alkalmazott módszerektől, azonban teljesen más formát mutat mind eszközeit, mind az alkalmazott vegyszerek palettáját tekintve. Az Erysiphe necator elleni védekezés fő irányvonalát a megelőzés hangsúlyozására és a fürtfertőzések elkerülésére helyezik. Ez a törekvés az as évektől kezdődően került előtérbe és tartja magát azóta is (Barra 1962; Lehoczky és Reichart 1968; Kaptás és Makó 1993; Füzi 1994). Napjaink legújabb vizsgálatai alapján a szőlőlisztharmat elleni védekezést két szakaszra oszthatjuk. Ez a direkt és indirekt védekezési szakasz. A vegetáció első felében jelentkező, a fürtökre leginkább veszélyes aszkospórás és konídiumos fertőzés elhárítását szolgálja a direkt védekezési szakasz. Míg a vegetáció második felében az áttelelő képletek, ezáltal a következő évi primer fertőzés csökkentésére szolgál az indirekt védekezési szakasz (Dula és Füzi 2010). Az indirekt védekezésre három lehetőség nyílik. Az első ezek között a termőtestképződés megakadályozása, vagy késleltetése nyár végén, kora ősszel a lombozaton. Ha a levélfertőzöttség mértékét csökkentjük, akkor kevesebb kazmotécium képződik ebben az időszakban, ezáltal a következő évi primer fertőzést mérsékelhetjük. Ez azonban a szőlő érése és a szüret előtti élelmezési várakozási időket nézve nehezen, csak speciális, hosszú védelmet biztosító készítmények alkalmazásával vagy kontakt gombaölő szerekkel oldható meg sikeresen. További lehetőség a leveleken már kialakult termőtestek mennyiségének csökkentése szüret után. Ekkor a gomba éretlen termőtestei ellen védekezhetünk eredményesen. A védekezés sikerét nagymértékben befolyásolja a beavatkozás időpontja. Jó eredményre a tömeges termőtestképződés ideje alatt számíthatunk, amikor a kazmotéciumok többsége még éretlen. Az áttelelt inokulum gyérítése a tőketörzsön mint harmadik lehetőség már régi eljárás, melyet a rügyfakadás előtt végzett lemosópermetezéssel oldhatunk meg. Ezzel a módszerrel a tőkék fás részein megkapaszkodott kazmotéciumok számát csökkenhetjük. Az eljárás eredményessége kevésbé mérhető (Dula és Füzi 2010). A környezetterhelés csökkentése valamint a gazdaságosság figyelembe vétele miatt csak azokat a fúvókákat kell megnyitni, melyek a művelésmódnak megfelelően a tőketörzs magasságában helyezkednek el. 24

25 A direkt védekezést az Erysiphe necator ellen az aszkospórás és konídiumos fertőzések idejében végezzük. A direkt védekezés célja a termés, a fürtök védelme. A szőlőbogyók virágzástól a zöldborsó nagyságú állapotig fogékonyak a lisztharmatra. A védekezés fő időszakának tehát ezt a fenológiai szakaszt tekinthetjük. A védekezés teljes időtartama természetesen hosszabb, hiszen a lisztharmatgomba az összes zöld növényi részt fertőzheti. A fiatal bogyókon megtelepedett E. necator ellen már nincs hatásos védelem. Egyetlen hatékony eszköznek a megelőzést tekinhetjük. A megbetegedés annál súlyosabb, minél korábban támadja meg a gomba a bogyókat. Az eredményes védekezésben jelentős szerepet kap az előrejelzés. Mivel a szőlőbogyók fogékony stádiumában szinte minden nap fennáll a fertőzés veszélye, a járvány előrejelzése csak akkor eredményes, ha ismereteink a felhalmozódott inokulum mennyiségére is kiterjednek. Az előrejelző berendezéseket ezért eredményesen az aszkospórás fertőzések időpontjának meghatározásában használhatjuk. A fertőzés koraiságából és gyakoriságából következtethetünk a bogyók fogékony időszakában várható fertőzési nyomásra. A primer fertőzés kialakulása után a virágzás kezdetétől a vegetáció végéig folyamatosan adottak a feltételek a lisztharmatfertőzésre. Az előrejelzésnek így a vegetáció további szakaszában kisebb jelentősége van. Megbízható előrejelzést csupán időjárási adatokra alapozva, fenológiai és növénykórtani felmérések nélkül nem lehet végezni (Dula és Füzi 2010). A védekezési intervallumok megválasztása az alkalmazott gombaölő szerektől és a várható fertőzési nyomástól függ. A specifikus, hosszú hatástartamú fungicidekkel lisztharmatos években nap, míg kevésbé veszélyes években akár két hét is lehet (Dula és Füzi 2010) A lisztharmatgombákra hatásos hatóanyagcsoportok és hatóanyagok A lisztharmatgombák valószínűleg a legelterjedtebb, legismertebb, és talán a legkönnyebben felismerhető növénykárosító gombafélék a világon, amelyek ellen nagy erőkkel védekezünk. Fontos termesztett növényeink: számos gabonaféle, zöldségek és gyümölcsök, köztük a szőlő kiemelt gazdanövényei a lisztharmatgombáknak (Agrios 2005). A világ legjelentősebb növényvédelmi problémái közé tartoznak a lisztharmatgombák által okozott terméskárok, ezért a lisztharmatgombák elleni védekezés az egyik legtöbb peszticidet felhasználó területe a növényvédelemnek (Hewitt 1998). A gombarendhez tartozó fajok nagymértékben specializálódtak a gazdanövényeikre, azonban mégis hasonlóságot mutatnak egymással az ektoparazita életmódjuk miatt. Micéliumuk a gazdanövény felületén kívül helyezkedik el hidrofób szövedéket alkotva, ami 25

26 általában elkerüli az elsődleges érintkezést a növényre kerülő permetlével (Josepovits 1987). A lisztharmatgombákra ható fungicidek között ezért általában kétféle típust találhatunk. Az egyik típus az, mely elegendő gőztenzióval rendelkezik a levélfelszín közelében fungitoxikus gőzkoncentráció létrehozásához, ilyen a kén. Ezek a hatóanyagok a lisztharmaton kívül más gombákra nem vagy csak alig mutatnak hatást, azonban az atkákat gyérítik. A másik típust azon szisztemikus hatóanyagú lisztharmatölő szerek jelentik, melyek a gazdanövény szövetnedvének közvetítésével jutnak a kórokozóba. Míg korábban a lisztharmat elleni védekezés alapját a kéntartalmú szerek szolgáltatták, addig mára a szisztematikus kutatások eredményeképp a specifikus hatáshelyű fungicidek (strobilurinok, azolok stb.) bevezetésével széles a lisztharmat ellen hatásos szerek palettája (Baranyi és Csete 1999). Mint ismeretes, a kórokozó elleni védekezés a dinokapra (2009-ig), a szisztemikus blokkot alkotó azolokra, strobilurinokra, valamint a kéntartalmú szerekre épült (Makó és Szekretár 2000). A növénypatogén gombák elleni védekezés napjainkban is a fungitoxikus anyagok használatára épül. Ismeretesek azonban olyan anyagok is melyek a fertőzésgátlást nem fungitoxicitás útján érik el. A fungitoxikus anyagok között megkülönböztetünk több hatáshelyű, nem szelektív, illetve specifikus hatáshelyű fungicideket. A több hatáshelyű fungicidek nem vagy csak alig szelektívek, hatásukat nem specifikus kémiai reakció útján fejtik ki az élő sejt komponenseivel. Ennek eredménye az élő sejt számos létfontosságú működésének gátlása, a szerkezettel összefüggő funkciók megváltoztatása. Állományvédelemre azok alkalmasak, melyek az aktivitásuk kifejtéséhez szükséges mennyiség alkalmazásakor nem hatolnak be a gazdanövény szöveteibe. Ide tartoznak a már korábban bevezetett és széles körben alkalmazott kontakt gombaölő szerek (Josepovits 1987). Az e csoportba tartozó gombaölő szerekre jellemző, hogy a ciszteintartalmú fehérjék tiol-csoportjaival lépnek reakcióba, hatásuk legfontosabb következménye az élő sejt energiafolyamatainak gátlása. A nehézfém-ionok ilyen irányú képességén kívül a kéntartalmú szerves fungicideknek van még ilyen hatása. A hatásuk azonban a lisztharmatgombákra a megfelelő hatóanyag-felvétel hiányában nem terjed ki (Josepovits 1987). Az elegendő gőztenzióval rendelkező kontakt hatóanyagok közül az elemi kén, a nitrofenol-származékok és a kinoxalinszármazékok hatnak kiemelten jól a lisztharmatgombákra. Az elemi kén az egyik legkorábban alkalmazott hatóanyag a növényvédelemben és napjaink hatóanyag-palettájának is elengedhetetlen eleme. Az 1800-as évek elején vezették be, könnyen hozzáférhető, jól formálható, nem mérgező anyag és a környezetet sem terheli. 26

27 Az Erysiphe necator ellen 4-8 kg/ha-os dózisban juttatjuk ki, felső dózisban használva erőteljes atkagyérítő hatással is rendelkezik. Hatását gőzfázisban fejti ki, ezért aktivitása nagymértékben függ a hőmérséklettől. Hatását az oxigén antimetabolitjaként a mitokondriális elektrontranszportlánc folyamatának megzavarásával fejti ki, ezzel gátolja az energiatermelést (Tweedy 1969). A kontakt hatású, szelektíven lisztharmat ellen felhasználható vegyületek közül a nitro-fenol-származékok a következő meghatározó csoport. E csoport tagjai szintén rendelkeznek akaricid hatással. Alapvegyületük erősen fitotoxikus hatású. A szabad fenolokból karboxilsavakkal képzett észtereik kevésbé fitotoxikusak, ezért annak veszélye nélkül alkalmazhatóak lisztharmat ellen. Hatásuk kétféle: a szabad dinitro-fenolok az oxidatív foszforilláció szétkapcsolásával, míg az észterszármazékok a szabad dinitro-fenolok prekurzorának tekinhetők és a szervezeten belül felszabaduló dinitro-alkil-fenol segítségével fejtik ki hatásukat (Hassall 1982). A dinitro-fenol-észterek közé tartozik egy már régóta alkalmazásban lévő, de napjainkban is használt hatóanyag a dinokap [2-(vagy 4-)-(1-metilheptil)-4,6-(vagy2,6)-dinitro-fenil-krotonát)]. A dinokap volt az első szelektív lisztharmat elleni szerves gombaölő szer (Schlör 1970). A lisztharmat elleni kontakt fungicidek harmadik csoportja a kinoxalinszármazékok. Erre a csoportra is jellemző az akaricidhatás a fungitoxicitás mellett. Hatásukat a tioltartalmú enzimek gátlásával fejtik ki, de biológiailag fontos aminocsoportokkal is reakcióba lépnek (Schlör 1970). A lisztharmat elleni hatást tekintve a csoport legaktívabb tagja a kinometionát (Josepovits 1987). A specifikus hatáshelyű gombaölő szerek valamilyen fontos sejtkomponenshez képesek kötődni, megzavarva annak természetes funkcióját. A specifikus hatáshelyű fungicidek általában szelektívebbek, aminek oka a hatáshely eltérő szerkezete a rendszertanilag különböző organizmusokban (Josepovits 1987). Az ebbe a csoportba tartozó vegyületekkel szemben a gomba valamelyik komponense vagy funkciója érzékenyebben reagál. Néhány kontakt hatóanyag mellett ide tartoznak a szisztemikus gombaölő szerek. A szisztemikus gombaölő szerek legkorábbi képviselői a lisztharmat ellen is hatásos benzimidazol-származékok, melyeket az 1960-as években vezettek be (Fuchs és mtsai 1983). A szterolbioszintézis-gátlók, melyek angol rövidítései SBI-k (sterolbiosynthesis inhibitors) vagy DMI-k (demethylation inhibitors), az Erysiphe necator ellen hatásos fungicidek egyik legismertebb csoportját képviselik (Ogawa és mtsai 1988). Az azolil-alkánszármazékok szisztemikus tulajdonságúak, az ergoszterolbioszintézis gátlásával fejtik ki hatásukat. Az ergoszterol a legtöbb gomba membránjában fontos szerepet betöltő lipid, 27

28 melynek a sejtfunkciókban, legfőképpen a fejlődés reproduktív fázisában van szerepe (Parks és Casey 1995; Rodriguez és mtsai 1985). A gombák sok enzimatikus lépésből álló reakciósoron keresztül a P45014DM-en katalizálják az eburicol 14α-demetilációját a gombaszövetben, ami a CYP51 génnél kódolt (Aoyama és mtsai 1996; Nelson és mtsai 1993). A DMI-k, így az azolil-alkalán-származékok által gátolt lépés a szterol C(14)-αmetilcsoportjának oxidatív lehasítása, amit a citokróm P45014DM katalizál (Sherald és Sisler 1975; Kato és Kawase 1976; Yoshida 1993). Hatásuk szerkezeti feltételei között kiemelt szerepe van a triazol- vagy imidazolgyűrűnek, amely a citokróm P-450 aktív csoportját képező porfinvázba épített Fe-atomhoz kapcsolódva megakadályozza az oxidációhoz szükséges O 2 megkötését (Gadher és mtsai 1983). A lisztharmat ellen hatók közül ide tartoznak a pirimidin- és triazolszármazékok. A klorál-amidok az ergoszterolbioszintézis-gátlók egy további csoportját képezik. Hatásspektrumuk szélesebbnek tekinthető az előző vegyületcsoportokhoz képest, mivel az a rozsdagombákra is kiterjed a lisztharmat elleni hatás mellett. A csoport jelentős hatóanyagai a trimorfamid, kloraniformetán, és a triforin (Drandarevski és mtsai 1978; Veverka 1984). Hazánkban a triforint alkalmazták hosszabb távon gabona-, gyümölcs- és komlókultúrákban, azonban ma már nem használatos. A morfolinszármazékok az ergoszterolbioszintézis-gátló hatóanyagok között egy szelektívebb hatású csoportot képeznek. Szisztemikus vegyületekként az Erysiphales rendhez tartozó fajokra fejtik ki hatásukat. Hatásmechanizmusuk azonban eltér a többi ergoszterolbioszintézis-gátlóétól, mivel hatásukat nem csak a szterol C-14-nél fejtik ki, hanem a bioszintézis további folyamatait is gátolják (Sisler és Ragsdale 1984; Lorenz és mtsai 1984). A morfolinszármazékok közül legfontosabbak a dodemorf, fenpropimorf, tridemorf és az aldimorf. A spiroxamin nem kifejezetten morfolinszármazék, de ugyanazon a ponton fejti ki hatását, mint a csoport többi tagja (Tiemann és mtsai 1997). A morfolinszármazékok kevésbé vesztettek hatásosságukból, mint a többi régóta használt felszívódó lisztharmatölő fungicid (Dutzman és mtsai 1996; Engels és mtsai 1996). A szelektíven lisztharmat ellen ható szisztemikus fungicidek közül a legfontosabb csoportok a következők: a szerves foszforvegyületek, pirimidinszármazékok, klorál-amidok. A szerves foszforvegyületek közül a foszforsav észterei és amidjai voltak azok a vegyületek, melyeknél szelektív lisztharmat elleni szisztemikus hatást fedeztek fel. Hatásmechanizmusuk nem egységes. Kifejlesztésük alapjai az 1960-as években előállított foszforsavészter típusú inszekticidek voltak. Hazánkban két jelentős hatóanyag volt használatban: az észterek közül a pirazofosz (Kaars Sijpestijn 1982), mely az emberre is 28

29 veszélyes fungicidek közé tartozott, míg a foszforil-amidok közül a ditalimfosz. A pirimidinszármazékok hatása a hidroxi-pirimidin gyűrű jelenlétének tulajdonítható. Hatásukat a nukleinsav-szintézis megzavarásával fejtik ki. A C-1-transzfer enzimrendszer működését gátolják és ezen keresztül a purinszármazékok szintézisét akadályozzák meg. Hatásukat az adenozin-dezamináz enzim gátlásával is kifejthetik (Hollomon 1984). Mindkét hatás a nukleinsav-szintézisre vezethető vissza. Lisztharmat elleni hatásuk erősen szelektívnek mondható. A hatóanyagok közül az etirimol és a dimetirimol közel egy időben, az 1960-as évek végén kerültek bevezetésre. Hazánkban a pirimidinszármazékok közül az etirimol szulfaminsavval képzett észtere a bupirimat van jelenleg is használatban. Kontakt fungicidként alkalmazzák, de a lisztharmattal szembeni szelektivitása megegyezik a szisztemikus rokon hatóanyagokéval. A ciprodinil hatásmechanizmusa nem egészen tisztázott még, de metioninszintézisgátlása már bizonyított. Ezért a szürkepenész ellen már alkalmazzák (Fritz és mtsai 1997), de a lisztharmat elleni hatékonysága nem tisztázott. A quinoxifen szintén a liszharmat ellen hatásos szerek csoportját (quinolinok) gazdagítja, mely hatóanyagot a korai fertőzési stádiumban kell alkalmazni (Hollomon és mtsai 1997), hatásmechanizmusa ismert (Wheeler és mtsai 2000). Vele azonos hatásmechanizmusú a quinazalinok csoportjába tartozó proquinazid (Dula és Füzi 2010). Hatásmechanizmusa hasonló a quinoxifenhez (a tapadó hifák képződését gátolja), így a két hatóanyag között keresztrezisztencia áll fenn. A benzofenonok csoportjába tartozik a szisztemikus és gázosodó tulajdonságokkal is rendelkező metrafenon (Dula és Füzi 2010). A gomba behatolását akadályozza meg, valamint micéliumnövekedés- és spóracsírázás-gátló hatása van. A lisztharmat elleni védekezés területén újdonságként ható, egyébként azonban már 40 éves múltra visszatekintő lisztharmat elleni gombaölő szerek csoportja a hatásmechanizmusukról SDHI-fungicideknek (Succinate Dehidrogenase Inhibitors) nevezett karboxamidok. Hatásukat a mitokondriális elektrontranszport gátlásában fejtik ki. Ebbe a csoportba tartoznak a következő hatóanyagok: benodanil, bixafen, boszkalid, karboxin, fenfuram, fluopyram, flutolanil, fluxapiroxad, furametpir, isopirazam, mepronil, oxikarboxin, penflufen, penthiopirad, szedaxan és a tifluzamid A QoI hatóanyagcsoport Az Erysiphe necator ellen hatásos fungicidek közül talán napjaink leginkább vitatott szercsoportja a QoI-fungicidek vagy strobilurinok. Az elmúlt években ebből a csoportból 29

30 származtak azok a vegyületek, melyekkel a világ legkiemelkedőbb forgalmát bonyolították a mezőgazdasági szférában (Ishii és mtsai 2007). A QoI-fungicidek olyan vegyületek, melyeket az erdőtalajok korhadt növényi maradványain élő Strobilurus tenacellus bazídiumos gombából (Kraiczy és mtsai 1996; Becker és mtsai 1981) izolált természetes strobilurin-molekulák (Anke 1995) alapján fejlesztettek ki. Megfigyelték, hogy e szaprofiton kalaposgomba-faj körül más gombák nem telepednek meg. A Strobilurus tenacellusból nyert kivonat erős gombaölő hatással bírt (Anke és mtsai 1977). A strobilurin A-t (1. ábra) és B-t eredetileg a Pinus sylvestris korhadó tobozából mutatta ki Anke Steglich 1977-ben. Az agarra juttatott gombafonalak és élesztő segítségével sikerült a S. tenacellusból izolálni a két legegyszerűbb strobilurint, az A és a B típust. A strobilurinmolekulák felfedezését követően azonnal vizsgálatok indultak az ellenük fellépő esetleges rezisztenciaformákra (Di Rago és mtsai 1989). A vizsgálatok 11 pontmutációs lehetőségre világítottak rá a citokróm b gén két régiójában (Geier és mtsai 1994). 1. ábra. A strobilurin A molekula (Sauter és mtsai 1995). Az agrokémiai iparág kutatói gyorsan felfigyeltek az ezekben a vegyületekben rejlő lehetőségre. Nagyszabású kutatás indult azzal a céllal, hogy a természetes eredetű strobilurinok aktivitását módosítsák, növeljék. Összehasonlítva a strobilurin A, az oudemansin és a kapcsolódó vegyületek gátló hatását, feltűnik, hogy az enol-éter-észter toxoforok megjelenése szükséges a célzott molekulához való kapcsoláshoz és a biológiai aktivitáshoz (Becker és mtsai 1981). A strobilurinok gombaölő hatása abban rejlik, hogy a mitokondriális respirációt gátolják a III-as komplexnél (Mansfield és Wiggins 1990; Brandt és Trumpower 1994). A strobilurinok a gombák mitokondriális légzését gátolják a Quinone outer -nek, Q o nevezett lépésnél (Fernandez-Ortuno és mtsai 2008). ). Innen kapták a nevüket: QoI = Quinone outside Inhibitors (Bartlett és mtsai 2002). Ez a gátlás a vegyületek egy alegységfehérjéhez (a vasszulfátot tartalmazó Rieske-fehérje) való kötődésével indul a mitokondriális elektrontranszportnál a belső mitokondriális membránban (Sauter és mtsai 1995). Az elektrontranszport blokkolása a citokróm b 1 -hez való kötődéssel jön létre közel a Qo-centrumhoz, amely a protonátvitelt gátolja ebben a komplexben és a citokróm c 1 30

31 oxidáznál, ennek eredményeként energiahiány lép fel a gombasejtek nehézkes ATPelőállításában (Joseph-Horne és Hollomon 2000). A mitokondriális respiráció szolgáltatja az eszenciális energiát a spórák csírázásához és ennek következtében a csírázás és más energiaigényes folyamatok is érintettek (Lesemann és mtsai 2007). A strobilurinok széles hatásspektrummal rendelkeznek több mezőgazdaságilag jelentős gombabetegséggel, gombafajjal szemben (Ascomycota, Basidiomycota, mitospórás gombák). A speciálisan a citokróm bc 1 enzim komplexre ható hatóanyagcsoport bemutatkozása óta jelentős mennyiségű DNS-szekvenciára és enzimatikus folyamatra vonatkozó adat vált elérhetővé (Iwata és mtsai 1998; Zhang és mtsai 1998). A QoI-fungicidek pontos sztereokémiai szerkezetét Anke és munkatársai (1977) határozták meg. Később összehasonlították a strobilurinok és az oudemansinok analógjait a molekulák struktúrája és aktivitása alapján. A szintetikus analógok hasonlóak a természetes eredetű molekulához (Ypema és Gold 1999), toxoforjaik azonban mások. Az oldallánc sajátossága szignifikáns változást mutat a strobilurin-molekula biológiai aktivitására és stabilitására, azaz az oldallánc határozza meg a molekula sajátosságát, karakterét, ami a környezet és a növény egymásra való hatását befolyásolja a védekezés után. A BASF és a Zeneca az 1980-as években párhuzamosan kísérleteket folytattak, amelyek még több stabil strobilurin-analógot eredményeztek. Ilyen például az enol-éter stilbene és a β-metoxiakrilát stilbene (Clough és mtsai 1992; Erickson és Wilcox 1997). Ezeket a vegyületeket egy, az oldallánc ás az enol-éter toxoforok közötti fenil-gyűrűs híd segítségével alkották meg. Azonban mindegyik ugyanazt a hatásmechanizmust fejti ki (Clough és Godfrey 1998; Gisi 2002). További kísérletek alapjául szolgáltak még több stabil strobilurin-alapú fungicid előállításához. A QoI-csoportban jelenleg 13 hatóanyagot tartanak nyilván: azoxistrobin (Wiggins és Jager 1993), dimoxistrobin, enestroburin, famoxadon (Jordan és mtsai 1999), fenamidon, fluaxastrobin, krezoxim-metil (Sauter és mtsai 1995), metominostrobin, orisastrobin, pikoxistrobin, piraklostrobin, piribenkarb és trifloxistrobin (Margot és mtsai 1998; FRAC 2008). Hazánkban ezek közül nyolcat forgalmaznak és a nyolc közül hat (azoxistrobin, famoxadon, fenamidon, krezoxim-metil, piraklostrobin, trifloxistrobin) engedélyezett a szőlőben. Hazánk területén a QoI-fungicideket 1998 óta alkalmazzák. Legelőször az azoxistrobint és a kresoxim-metilt (2. ábra) vezették be. Ezeket követte a többi vegyület. 31

32 2. ábra. Az azoxistrobin és a krezoxim-metil szerkezete (Sauter és mtsai 1995). A QoI-fungicidek egyedi hatásmechanizmusuk révén olyan kórokozók ellen is eredményesen alkalmazhatóak, amelyek más gombaölő szerekkel szemben már toleranciát vagy rezisztenciát mutatnak. A hatóanyag a növény felületén a viaszrétegben kötődik meg, innen lassú mozgással jut be a növény belsejébe. A kresoxim-metil gőzfázisban diffundál be a növényi szövetekbe és ott a sejtközötti járatokban transzlaminárisan mozog. A xylemben egyenletesen oszlik el. Az azoxistrobin és a piraklostrobin - a xilémben lezajlódó transzlokáció mellett - transzlamináris mozgásra képes, és szisztemikus tulajdonságokkal is rendelkezik. A transzlamináris mozgás és a lassú felszívódás biztosítja a levél felületére jutó gombaspórák elpusztítását mielőtt még azok kicsíráznának (preventív hatás). A megtelepedett kórokozót a lappangási idő alatt is elpusztítják (kuratív, eradikatív hatás), sőt a spóraképződést is gátolják (antisporuláns hatás), ami késedelmes védekezés esetén is némi biztonságot nyújt (Ypema és Gold 1999) Fungicidrezisztencia A fungicidrezisztencia a gomba stabil, örökletes megváltozását jelenti egy adott fungiciddel szemben, ami azzal jár, hogy a korábbi érzékenysége csökkent vagy megszűnt (Anonym 1987). A rezisztencia minden specifikus hatáshelyű gombaölő szerrel szemben kialakulhat, mely a gombák életfolyamatait egy- (vagy több) pontban gátolja. A fungicidrezisztencia a gyakorlati növényvédelem hatékonyságát veszélyeztető jelenség. A gombaölő szerek egyoldalú felhasználása előbb-utóbb tolerancia, majd rezisztencia kialakulásához vezet (Taksonyi és mtsai. 2009). A rezisztencia annál gyorsabban alakul ki, minél gyakrabban használjuk őket. Sok gombafaj vált rezisztensé olyan gombaölő szerekre, amelyeket egyoldalúan alkalmaztak ellenük. Ennek következtében a fungicidek egyoldalú inhibitorai a gombafélék metabolizmusának (Dekker 1995, Georgopoulos 1995). Napjainkra ez már bebizonyosodott a demetilizációt gátló fungicideknél (DMI) olyan gazdaságilag fontos gombakórokozók esetében, mint az Erysiphe necator, vagy az alma ventúriás varasodását 32

33 előidéző Venturia inaequalis (Köller 1996). A védekezések okszerű tervezésével, valamint előrejelzés alkalmazásával a rezisztencia kialakulásának veszélye mérsékelhető. McCallan (1967) kutatásaiból kiderül, hogy gombaölő szereket már az ókorban is használtak, de az első feljegyzett védekezést 1802-ben végezték lisztharmatgombák ellen (Dula 2007). A fungicidrezisztencia a kizárólag kontakt fungicidek alkalmazásának korában nem volt ismert fogalom. A kontakt hatású szerek azonban nem jelentettek megoldást minden a termesztésben felmerülő problémára. A szisztemikus szerek megjelenése és azok egyoldalú felhasználása vezetett a fungicidrezisztencia kialakulásához. A rezisztenciakutatások kezdetén minden új és régi hatóanyagcsoportot megvizsgáltak, a nem szerves fungicideket (Ashida 1965) és a szerves fungicideket egyaránt (Georgoupulos és Zarakovitis 1967). A fungicidrezisztencia-kutatások kezdeti szakaszában olyan következtetések is születtek, mely szerint a gombák kevésbé képesek alkalmazkodni a biocid-anyagokhoz, mint a rovarok vagy a baktériumok (Dekker 1972). Ennek alapja akkoriban az volt, hogy a növénytermesztési gyakorlatban ilyen jelenség nem, vagy csak ritkán jelentkezett és nagyobb kárt nem okozott (Vajna 1987). Jelentős változást hozott ebben a szemléletben a szisztemikus hatású fungicidek megjelenése az 1960-as években. A rezisztenciakutatások tényleges kezdetét erre az időszakra tehetjük, mely azóta is folyamatosan zajlik. Az egyoldalú védekezések, a szerek rövidebb-hosszabb ideig tartó rendszeres alkalmazása következtében fejlődtek ki a fungicidekkel szemben ellenálló törzsek, ami a védekezés eredményességének csökkenését, elmaradását eredményezte (Dula 2007). A specifikus hatásmóddal bíró fungicid-hatóanyagokkal szemben a legkülönbözőbb rendszertani helyű növénypatogén gombák rezisztens populációi alakulnak ki. Ez a jelenség az 1970-es évektől kezdődően rendszeres problémává vált a gyakorlati növényvédelemben (Vajna 1987), ami az információk mélyebb ismeretét igényelte. A gyakorlatban rezisztenciáról akkor beszélünk, ha egy készítmény szabályos használata (megfelelő dózis, kijuttatási idő és mód) ellenére tapasztalunk hatástalanságot, ami bizonyíthatóan a kórokozó-populációban meglévő, az adott hatóanyaggal szemben ellenálló törzsek miatt következett be (Dula 2007). Az érzékeny kórokozó különböző mutációkkal válhat rezisztenssé. 33

34 A rezisztencia formái A rezisztencia nem attól alakul ki, hogy fungicidkezelést alkalmaznak a gombafajokon, hanem a kezelések hatására fellépő természetes mutáció eredménye. A rezisztens telepek a fungicid rendszeres használata miatt védekezésről-védekezésre egyre jobban kiszelektálódnak. A védekezések során az alkalmazott fungicidre érzékeny telepek száma lecsökken és csak a rezisztens mutánsok maradnak fenn. Ezek megváltozott tulajdonságaikat átörökítik utódaikra, így a populációban egy idő után már a rezisztens telepek lesznek többségben. A kiszelektálódás fokozatosan megy végbe, üteme fungicidenként eltérő. A rezisztens mutánsok arányának növekedését a gombaölő szer hatékonyságának csökkenése jelzi (Füzi 2007). A genetikai változások szerint a rezisztencia kialakulásának kétféle módja ismert (Brent 1995; Brent és Hollomon 1998). Monogénes rezisztenciáról beszélünk abban az esetben, amikor egy főgén mutációja miatt gyors, határozott és jelentős mértékű az érzékenység változása. A szelekció a populáción belüli arányváltozásban nyilvánul meg, ezért disruptív (egylépcsős) szelekciónak nevezik. Ilyen rezisztenciakialakulás következett be a benzimidazoloknál, a fenilamidoknál és a QoI-fungicideknél (Dula 2007). Poligénes rezisztenciáról akkor beszélhetünk, ha több alárendelt génben bekövetkezett változások hatása összeadódva, fokozatosan a populáció átlagos érzékenységének folyamatos eltolódásaként jön létre. Ezt shiftingszelekciónak nevezzük. Ilyen rezisztenciakialakulási folyamat jellemzi a DMI-fungicideket (Dula 2007) A rezisztencia típusai Pozitív keresztrezisztencia és csoportrezisztencia esetében a rokon szerkezetű, hasonló hatásmódú, vagy megegyező hatáshelyű hatóanyagok egyikével szemben kialakult rezisztenciánál a gombatörzs a többit is tolerálja (Hornok 1983), ahogy az a benzimidazolok (Van Tuyl 1977), a fenilamidok, a DMI-k és a strobilurinok esetében történt (Dula 2007). Negatív keresztrezisztenciáról beszélünk, ha egy hatóanyag csak egy adott kórokozó esetében hatástalan a vad populációra, azonban a más fungicidre rezisztens egyeddel szemben hatását kifejti. Ennél a rezisztenciatípusnál lehetőség nyílik a rezisztenciaállapot visszafordítására. Ez a jelenség tapasztalható a fenilkarbamátok negatív keresztrezisztenciájánál (Dula 2007). 34

35 Kettős vagy multirezisztencia áll fenn akkor, amikor egy adott kórokozópopulációban két vagy több eltérő hatásmódú hatóanyaggal szemben egymást követően alakul ki rezisztencia. Például a Botryris cinerea esetében benzimidazol + dikarboximid + fenilkarbamát + anilinopirimidin rezisztencia, vagy a gabonalisztharmatoknál a benzimidazol + DMI + QoI rezisztencia (Dula 2007). Az, hogy az egyes területeken egyes gombatörzseknél milyen és mekkora mértékű rezisztencia alakul ki, sok tényezőtől függ. A legfontosabb tényezők a rezisztenciakialakulás esetében a következők: agronómiai gyakorlat, alkalmazott készítmény, kórokozó. Az agronómiai módszerek betartásával és a készítmények felhasználásának helyes követésével nagymértékben csökkenthető a rezisztencia veszélye. Az agronómiai módszerek betartása az ültetvény széliránynak megfelelő tájolásával kezdődik, a területen csökkenthetjük a telelőképletek felhalmozódását a nyesedék eltávolításával. A zöldmunkák időszerű elvégzésével javíthatjuk az ültetvény légátjárhatóságát, csökkentve ezzel a fertőzések fellépéséhez szükséges mikroklimatikus viszonyok kialakulását. A készítmények megfelelő dozírozásával és a szaktanácsadás betartásával elkerülhető a hatóanyagokkal szemben kialakluló rezisztencia. A rezisztencia kialakulásának veszélye alapján a hatóanyagcsoportok és a kórokozók is kategorizálhatóak. Megkülönböztethetünk nagy, közepes és kis rezisztenciaveszéllyel rendelkező hatóanyagcsoportokat és kórokozókat. A hatóanyagok esetében annál stabilabbnak tekinthető egy készítmény, ha minél több helyen hat a megcélzott kórokozó életfolyamataiban. Ekkor kis rezisztenciarizikóról beszélünk, hiszen ebben az esetben a kórokozók lassan, vagy nem tudnak alkalmazkodni a hatóanyaghoz. Abban az esetben, ha a hatás egy pontra összpontosul (QoI) magas rezisztenciarizikóról beszélünk, itt csupán egy lépcsőben gyorsan alakulhat ki a rezisztencia. A kórokozók esetében annál nagyobbnak kell tekintenünk a rezisztencia kialakulásának esélyét, minél gyorsabban reprodukálódik az adott kórokozó. Azaz, a rövid életciklus és az ehhez társuló gyors reprodukciós képesség (nagy spóratömeg) a rezisztencia rizikójának mértékét növeli. Az ilyen típusú kórokozók ellen többször kell védekezni és az ismételt fungicidhasználat hatására gyorsabban alakulhat ki a rezisztencia (Dula 2007). Gyorsabb a rezisztencia kialakulása, ha a kórokozó populációja izolált, mert a védekezések mellett kisebb a lehetőség a populációkeveredésre is (Dula 2007). Az ivaros szaporodás jelenléte az életciklusban jelentősen növelheti a rezisztencia kialakulásának esélyét, mint pl. az Erysiphe necatornál (Steva és mtsai 1988). A kórokozóknak a rezisztenciakockázat mértéke szerinti csoportosítását Russel (2003) készítette el. 35

36 A lisztharmatgombák rövid életciklusuk és magas szaporodási potenciáljuk miatt a rezisztencia kialakulásának szempontjából a magas rizikójú csoportba tartoznak. Kivételt képez az almafalisztharmat kórokozója, a Podosphaera leucotricha, amely a legkisebb kockázatú csoportba tartozik, mivel mindeddig nem tapasztaltak nála gyakorlati rezisztenciát egyetlen hatóanyaggal szemben sem (Dula 2007). A készítmények helytelen alkalmazásának következménye a hatóanyagcsoportok hatástalanságának kialakulása A lisztharmat ellen hatásos hatóanyagok és a rezisztencia A benzimidazol-rezisztencia monogénes, diszruptiv, magas szintű és perzisztens (Dula 2007). Az ebbe a csoportba tartozó hatóanyagok széleskörű alkalmazása következtében valódi rezisztencia jelentkezett, azaz szabadföldi hatástalanság. A rezisztencia magyarázata, hogy pontmutáció alakult ki a β-tubulin génnél, ami megváltoztatja az amino-savak szekvenciáját a benzimidazolok kötődésénél (Ma és mtdai 2005). A legtöbb növénykárosító gombánál ezt a pontmutációt mutatták ki (Byrd és mtsai 1990; Kawchuk és mtsai 2002). A benzimidazolrezisztencia öröklődését géncserés vizsgálatokkal igazolták (Li és mtsai 1996), melyet biokémiailag is alátámasztottak (Hollomon és mtsai 1998). A hatóanyagcsoport 1969-es első megjelenésétől napjainkig számos gombafaj vált rezisztenssé pl. a Venturia inaequalis (Koenraadt és mtsai 1992), a Monilia fructicola (Ma és mtsai 2003b), a Tapesia yallundae (Albertini és mtsai 1999), a Fusarium moniliforme (Yan és Dickman 1996), valamint 13 lisztharmatfaj vált rezisztenssé a benzimidazolokra (pl. a Sphaerotheca fuliginea, a Blumeria graminis (Vargas 1973), a S. humuli, a S. pannosa, az Erysiphe (Uncinula) necator, az E. cichoracearum, a Leveillula taurica és az E. plygoni (Dula 2007). A közepes rizikójú csoportba tartozó szterolbioszintézis-gátlók rezisztenciaproblémája 1980-as alkalmazásuktól kezdve fennáll (Buchenauer és Hellwald 1985), és számos gombafaj esetében jelezték (Köller és Wilcox 1999; Ma és mtsai 2002). A lisztharmattal szembeni rezisztenciájuk a 90-es évek vége felé vált ismertté (Délye és mtsai 1997c, Délye és mtsai 1998). A rezisztenciát a C14-α-demetiláz (CYP51) gén mutációjának tekintik (De Waard 1994). Az intenzív alkalmazásuk következtében számos gombafajban alakult ki rezisztencia a hatóanyagcsoporttal szemben (Brovn és mtsai 1992; Délye és mtsai 1997a, b; Sanglard és mtsai 1998). Összesen 23 gombafajon figyeltek meg szabadföldön DMI-fungicidekkel szembeni hatáscsökkenést, melyek között 5 lisztharmatfaj van: a Blumeria graminis f. sp. hordei (1978), a B. graminis f. sp. tritici (1986), a Sphaerotheca fuliginea (1983), a S. mors uveae (1988), az Erysiphe necator (1990) és a S. pannosa (2001) (Dula 2007). Az E. necator 36

37 triadimefonnal szembeni rezisztenciáját az 1990-es évek közepén jelezték (Gubler és mtsai 1996). A DMI-k rezisztenciájának genetikai alapja igen összetett (De Waard 1996; De Waard és mtsai 1995; Van Tuyl 1977). A morfolinok és a hydroxyanilidek a közepes, illetve kis rizikójú csoportba tartoznak. E csoportokba tartozó hatóanyagok esetében lassan, sokéves intenzív alkalmazás után alakulhat ki a rezisztencia. Az érzékenység a hatóanyagok használatának felfüggesztésével visszaállítható. Pozitiv keresztrezisztencia van a DMI-ken és a morfolinokon belül, de nincs keresztrezisztencia a három fő hatóanyagcsoport (DMI-k, morfolinok és hydroxyanilidek) között (Dula 2007). A pirimidin-származékok rezisztenciájának kialakulása az 1970-es évek közepére tehető (Hollomon 1975). Az SDHI-fungicidekkel szembeni rezisztencia az első generációs karboxamidok esetében ismeretes, azoknál is csak néhány kórokozóval (pl. Puccinia horiana, Ustilago nuda) szemben (FRAC 2012) A QoI-fungicidekkel szembeni rezisztencia A QoI-fungicidek esetében nagy a rezisztencia kockázata (Gisi és mtsai 2002), mert egy hatáshelyűek (citokróm b 1 és c), s így gyors, egylépcsős (disruptív) a mutánsok keletkezése (Dula 2007). QoI-gombaölők esetében valamennyi ide tartozó hatóanyag egymáshoz való viszonyában a pozitív keresztrezisztencia, vagyis csoportrezisztencia esete áll fenn (Toffolatti és mtsai 2007), hiszen mindegyik ugyanott fejti ki gátló hatását. Ez azt jelenti, hogy bármelyik hatóanyaggal szemben alakul is ki a rezisztencia, az az összes többi QoIfungiciddel szemben is meg fog nyilvánulni. QoI-rezisztenciát 23 kórokozónál állapítottak meg (Fraaije és mtsai 2005; Kim és mtsai 2003), melyek között négy lisztharmatfaj szerepel: a Blumeria graminis f. sp. tritici (Fraaije és mtsai 2002), a B. graminis f. sp. hordei, a S. fuliginea és az Erysiphe necator. Ezekben a veszélyesebb, a G143A génmutació van jelen. A QoI-fungicidek 1996-os bevezetését követően hamarosan megjelentek a kórokozók rezisztens mutánsai is (Brasseur és mtsai 1996). Röviddel bevezetésük után, 1998 és 2000 között már a vizsgálati csoportokban elégtelenségeket tapasztaltak cínialisztharmat (Podosphaera xanthii) és uborkaperonoszpóra (Pseudoperonospora cubensis) esetében, melyeket először Taiwanban, Japánban és Spanyolországban jegyeztek fel (Heaney és mtsai 2000; Ishii 2005; Ishii és mtsai 2001). A QoI-rezisztenciát Japánban is kimutatták padlizsán levélpenészen, uborka korniespórán és szamóca kolletotrichumos betegségén (Date és mtsai 37

38 2004; Inada és mtsai 2004; Yano és Kawada 2003). A QoI-rezisztenciát 2006-ra már húsz kórokozónál jelentették, többek között a búzalisztharmat és -rozsda (Grasso és mtsai 2006a), az almafavarasodás (Steinfeld és mtsai 2001) és a szőlőperonoszpóra kórokozói esetében is Ázsiában, Európában és Észak-Amerikában (Fernandez-Ortuno és mtsai 2006; Gisi és mtsai 2002; Ishii ls mtsai 2005; Ma és mtsai 2003a; Mcgrath és Shishkoff 2003; Miller és Gubler 2004; Reuveni 2001; Sierotzki és mtsai 2000; Vincelli és Dixon 2002; Wong és Willcox 2000). A rezisztenciakimutatás alapját minden esetben a sikeresen izolált rezisztens törzsek képezték (Ishii és mtsai 2002). A Plasmopara viticola rezisztens mutánsait 2000-ben észlelték először Olaszország északi területein és Franciaország egyes borvidékein (Brunelli és mtsai 2002; Chen és mtsai 2007; FRAC 2001; Genet és mtsai 2006; Magnien és mtsai 2002). A rezisztens törzsek azóta széleskörűen elterjedtek e két ország egész területén és más nyugatés dél-európai országokban is (FRAC, 2005, 2006, 2007, 2008). Szabadföldi strobilurinrezisztenciát lisztharmat esetében búzán mutattak ki először 1998-ban Észak-Németországban (Anonymus 1998; Erichsen 1999). A strobilurinok jelentős szerepet játszottak a lisztharmat elleni küzdelemben piacra kerülésük szinte első napjától kezdve. A lisztharmatgombák járványtani változatossága kedvezett a rezisztencia kialakulásának (Brent és Hollomon 2007). Az Erysiphe necator QoI-fungicidekkel szemben rezisztens törzseire Kaliforniában akadtak rá először (Bartlett és mtsai 2002) és jelentések érkeztek ugyanekkor New York államból is (Wong és Willcox 2002), mindössze két évvel a hatóanyagcsoport piaci bemutatkozása után (Kuck és Mehl 2003). Eddig két génmutációt állapítottak meg, ami aminosavváltozást eredményez, melyekkel azonosítható a rezisztencia. A G143A mutáció a leggyakoribb, ebben az esetben a gén 143-as kodonjában alakul ki a mutáció, mely egy glicin-alanin aminosavcserét eredményez (Gisi és mtsai 2000; Bartlett és mtsai 2002; Link és mtsai 2003; Sierotzki és mtsai 2002; Grasso és mtsai 2006b). Ez a típus a 23 rezisztens kórokozó közül 17-ben van jelen. A rezisztenciaszint magas, akár több százszoros rezisztenciafaktor-értékkel és teljes szer-hatástalansággal jár. A másik típus az F129L jelű, ahol a gén 129-es kodonjánál található a mutáció, ami fenilalanin-leucin aminosav-cserét okoz (Bartlett és mtsai 2002; Pasche és mtsai 2005). Ez a típus kisebb gyakorisággal, a 23 mutáns eset közül 3-ban fordul elő. Ennél a típusnál a rezisztencia részleges és alacsonyabb szintű (RF=5 15). Néhány kórokozó esetében a két mutáció együtt is jelen van, de már kialakult egy G137R jelű újabb típus is (Dula 2007). Laboratóriumi körülmények között kimutatták a G143S (glicin-szerin) mutációt is a Magnaporthe grisea esetében, ahol a rezisztenciafaktor felülmúlta az ezret (Avila-Adame és Köller 2003). 38

39 Legtöbb esetben a rezisztencia a G143 gén mutációjához köthető (Avila-Adame és Köller 2003) és a szelekció gyors lefolyású (Sierotzki és mtsai 2000; Bäumler és mtsai 2003). A Plasmopara viticola QoI-fungicidekkel szemben rezisztens G143A jelű mutációt hordozó mutánsait Magyarországon 2004-ben találták meg először két dél-dunántúli és a Kunsági borvidéken. A évi felmérések már arra utalnak, hogy a rezisztens törzsek országszerte elterjedtek, s a rezisztencia viszonylag magas szintű (FRAC 2005; Füzi 2007). Hazánkban először 2006-ban a Szekszárdi és az Egri borvidék egy-egy ültetvényében mutatták ki az Erysiphe necator QoI-fungicidekkel szembeni rezisztenciáját, amire a BASF cég kisparcellás kísérleteiben a strobilurinok lombfertőzés elleni hatékonyságának jelentős csökkenése hívta fel a figyelmet (FRAC 2006; Füzi 2007, 2008). A G143A jelű mutációt hordozó rezisztens törzsek megjelenését követően 2007-ben az ország összes borvidékére kiterjedő felmérést végeztek. Ennek eredményeként megállapították, hogy a lisztharmatgomba rezisztens populációi az egész országban jelen vannak és a rezisztencia szintje azokban az ültetvényekben, ahol az előző esztendőkben gyakran alkalmaztak QoIfungicideket meglehetősen magas (FRAC 2007; Füzi 2008). A hazai felmérésekkel párhuzamosan a környező országokban is végeztek ilyen irányú vizsgálatokat, melyek eredményeképpen kiderült, hogy a rezisztens gombatörzsek már megtalálhatók Ausztria, Csehország és Szlovákia, sőt 2008-tól Olaszország és Franciaország egyes szőlőtermő területein is. Európa többi országában viszont még egyelőre nem észlelhető a lisztharmatgomba QoI-fungicidekkel szembeni rezisztenciája (FRAC 2007, 2008) A QoI-rezisztencia következményei a növényvédelmi gyakorlatban A jelenlegi helyzetben az Erysiphe necator elleni védekezés még nagyobb körültekintést igényel, tekintve, hogy a QoI-gombaölőszerek egyike sem tartalmaz lisztharmatölő kombinációs partnert. Nem mellékes továbbá az sem, hogy az E. necator lényegesen gyakrabban károsít szőlőinkben, mint a Plasmopara viticola. A probléma felismerése után, az Erysiphe necator elleni biztonságos védekezés érdekében a QoI-fungicidek gyártóinak határozott szigorító lépéseket kellett tenniük készítményeik felhasználására vonatkozóan Fungicidrezisztencia Magyarországon A magyarországi fungicidrezisztencia-vizsgálatok szintén a gyakorlatban jelentkező szabadföldi hatástalanság észlelésekor kezdődtek. A benzimidazol-rezisztencia 1976-ban 39

40 jelent meg először a Venturia inaequalis esetében, majd 1981-ben a Botrytis cinerea-nál is észlelték. A fenilamid-rezisztenciát 1988-ban a Pseudoperonospora cubensis-nél, majd től Plasmopara viticola esetében is megtalálták. Ellenőrző vizsgálatokkal egyértelműen bizonyították a rezisztens populációk meglétét (Tóth és Vajna 1980; Kaptás és Dula 1984; Dula és mtsai 1989). Hazai rendszeres, az ország legfőbb termesztőkörzeteire kiterjesztett rezisztenciamonitoring-rendszer 1989-től működik (Dula 2007). Ezt megelőzően a NEVIKI kutatói végeztek felméréseket (Enisz 1990). A fungicidrezisztencia biokémiai mechanizmusával Josepovits Gyula és Gasztonyi Maja foglalkozott. A rezisztencia kialakulása szempontjából nagy gazdasági jelentőségű kórokozókkal és hatóanyagokkal Dula Bencéné és munkatársai dolgoztak Egerben Molekuláris genetikai vizsgálati módszerek A molekuláris genetika fejlődése lehetővé tette a DNS markerek alkalmazását, ezáltal a gyakorlatban észlelt biológiai változások genetikai szintű igazolását. A DNS markerek alkalmazását a Southern blot hibridizáció és az ezen alapuló RFLP (Restriction Fragment Length Polymorphism) (Botstein és mtsai 1980) módszer, majd a polimeráz láncreakció (PCR - Polymerase Chain Reaction) (Saiki és mtsai 1985, 1988) kifejlesztése tette lehetővé Polimeráz láncreakció (PCR) A polimeráz láncreakcióval a sejtekben végbemenő DNS replikációt másoljuk le. A módszert először a β-globin gén amplifikálására írták le (Saiki és mtsai 1985). A PCR ciklusokból áll, ezekben a ciklusokban az adott primerek kapcsolódási helyétől kiinduló DNSszintézis következik be három lépésben: hődenaturáció, annealing (primer hibridizáció) és elongáció (DNS-lánc építése). A ciklusokban a három lépés ismétlődik, általában alkalommal. Az újonnan szintetizált szálakat is templátként használja a polimeráz a következő ciklusban. Emiatt, a keletkezett termék száma minden ciklusban elméletileg megduplázódik, azaz 30 ciklus esetén 2 30 kópiát kapunk, ami nagyjából egymilliárdszoros kópiaszámnövekedést jelent. Ez a mennyiség már vizuálisan is jól látható, és egyszerű gélelektroforézissel kimutatható, míg a templátként használt DNS, annak kis mennyisége miatt nem látszik (Kiss 1999). A napjainkban is használt hőstabil Taq polimeráz enzimet Saiki és munkatársai (1988) izolálták a Thermus aquaticus baktériumból, ezzel lehetővé vált a specifikus PCR egyetlen reakcióelegyben, a hőmérséklet gyors és pontos változtatásával. 40

41 PASA (PCR amplification of specific alleles) Az SNP-k (Single Nucleotide Polymorphism), az egyetlen nukleotidban eltérő allélok kimutatásának gyors PCR alapú módszere a PASA (PCR amplification of specific alleles: allél-specifikus PCR) (Sommer és mtsai 1992). A PASA PCR alapú módszer segítségével elkülöníthetők olyan heterozigóta és homozigóta egyedek, amelyek egyetlen nukleotidban, SNP-ben (Single Nucleotide Polymorphism) eltérő allélokat tartalmaznak. A módszer során a pontmutáció helyére két primert terveznek úgy, hogy a 3 végükön, vagy a vad- vagy a mutáns típusra specifikus nukleotid legyen. A pontmutációra tervezett primerek mellett egy 3. primert is terveznek, melynek segítségével felszaporíthatóvá válik egy ( bp) DNS szekvencia. A pontmutációra tervezett primerek 3 végétől öt nukleotid távolságra beiktatnak egy nukleotid cserét (mismatch), mellyel a reakció allélspecifikusságát biztosítják (Gaudet és mtsai 2007). A primerek tervezésekor ügyelni kell arra, hogy mindhárom primer olvadási hőmérséklete közel azonos legyen, valamint GC %-os aránya is megegyezzen. 41

42 4. Anyag és módszer Az Erysiphe necator Shwein ellen alkalmazható QoI-hatóanyagok és fungicidek ültetvényben történő összehasonlító vizsgálata A kísérletek helye A szabadföldi kísérletek kora tavaszán, a Balaton-felvidéki borvidéken kerültek beállításra. A terület kiválasztása során az volt a cél, hogy a mai üzemi gyakorlatnak megfelelő termesztéstechnológiával lehessen a kísérletet elvégezni. A vizsgálatokat a Pannon Egyetem Georgikon Nonprofit Kiemelten Közhasznú Társaság kísérleti szőlészetében jelöltük ki, mely a Dunántúli-középhegység természetföldrajzi nagytájon belül a Bakonyvidék középtáj, a Keszthelyi-hegység és azon belül a Keszthelyi-fennsík kistáj DNY-i peremén helyezkedik el Cserszegtomaj községtől ÉK-i irányban (F ábra). A pontos helymeghatározás céljából a vizsgálatok GPS-koordinátái a következők: 1. kísérlet (Olasz rizling GK 1): , ; 2. kísérlet (Merlot CI 181): , (F ; F ábra). A terület észak-keleti lejtésű és minden második sor füvesített. A sorok alját gyomirtottuk. A két tábla tájolását az 5. ábra, illetve elhelyezkedésüket az F.2. függelék szemlélteti. Az Olasz rizling GK 1 vizsgálati területet az uralkodó szélirányra (É) merőlegesen, míg, a Merlot CI 181 fajta vizsgálati területet azzal párhuzamos irányban alakítottuk ki. Az ültetvény légátjárhatósága a zöldmunkák időszakos elvégzésével biztosított volt. A metszést követően a nyesedéket eltávolítottuk az ültetvényből. A kísérleti területen a talajvízszint mélysége 200 cm alatti. A termőréteg 150 cm-nél vastagabb. A humuszos réteg vastagsága sekély-közepes. Kémiai tulajdonságait elemezve látható, hogy a talajszintek gyengén lúgos kémhatásúak. A fizikai talajféleséget tekintve a terület talaja közepesen kötött homokos vályog. A fiziológiás mésztartalom közepes-magas mértékű. Mérhető mennyiségű vízoldható só csak elenyésző mennyiségben található a talajban. A humusztartalom alacsony, a forgatási mélység súlyozott átlagában a humusztartalom 1,36%. A terület foszforral és káliummal igen jól ellátott. A magnéziumellátottság jó, a mangán-, a réz- és a cinkellátottság túlzott. Az ásványinitrogénellátottság közepes. A talaj típusa: közép- és délkelet-európai barna erdőtalajok főtípusába tartozó Ramann-féle barna erdőtalaj visszameszeződött altípus. 42

43 A kísérletek anyaga A vizsgált szőlőfajták és termesztéstechnológiájuk Olasz rizling (G.K. 1 klón): Magyarország legelterjedtebb szőlőfajtája. Az alapfajta származása nem tisztázott, 1956-ban lett államilag minősített fajta (Csepregi és Zilai 1988). A vizsgálatban szereplő klón 1980-ban kapott állami elismerést. Tőkéje középerős, vagy gyenge, sűrű, vékony vesszőzetű. Vesszői vékonyak, egyenesek és szalmasárgák, világosbarna csíkozásúak. Levele középnagy vagy kicsi, változatosan tagolt, levélszéle fűrészes, felülete alig hólyagos, inkább sima, fonáka pókhálós. Szövete vékony, finom. A vizsgálatba vont klón az alapfajtával megegyezően gombabetegségekkel szemben közepesen ellenálló (Bakonyi és Kocsis 2006). A telepítés 1993-ban Cserszegtomajon történt 3 m x 1 m-es tenyészterületre. Az oltványok alanya Teleki 5C volt, az ültetvény művelésmódja középmagas kordon, rövidcsapos metszéssel. A vizsgálatba kezdetben 397 db tőkét vontunk be (3. ábra). 3. ábra. Az Olasz rizling GK 1 fajtában 2008-ban beállított kísérlet vázlata. Merlot (CI 181 klón): A világ egyik legelterjedtebb szőlőfajtája. A XVIII. század végén jegyezték fel először a Bordeaux-i borvidéken ban lett államilag minősített fajta (Csepregi és Zilai 1988). Tőkéje középerős, erős vesszőzetű. Vesszői középerősek, barnásvörösek. Levele középnagy, felülete sima, fonáka enyhén molyhos. A vizsgálatba vont klónt 1996-ban Teleki Kober 125AA alanyra telepítették. Az ültetvény művelésmódja középmagas 43

44 kordon, rövidcsapos metszéssel, 2,3 x 1 m-es térállásban. A vizsgálatba kezdetben 226 db tőkét vontunk be (4. ábra). 4. ábra. A Merlot CI 181 fajtában 2008-ban beállított kísérlet vázlata. A vizsgálat második és harmadik évében állagfenntartási okokból mindkét kísérletben csökkentettük a tőkeszámot, az Olasz rizling GK 1 -ben 235 db, míg a Merlot CI 181 -ben 112 db tőkére (5. ábra). A tőkeszám-csökkentést az ültetvényben keletkező gazdasági károk enyhítése érdekében tettük. 5. ábra. Az Olasz rizling GK 1 és Merlot CI 181 fajtákban 2009-ben és 2010-ben beállított kísérletek vázlata. A két kísérletet két egymástól mintegy 50 m távolságban lévő, egymástól elkülönülő táblában állítottuk be. 44

45 A vizsgálatba vont fungicidek hatóanyagai A QoI-fungicidek kiválasztásánál törekedtünk a gyakorlatban széles körben használt valamennyi hatóanyag vizsgálatára. A QoI-fungicidek és kiegészítő szerek dozírozását az egyes készítmények használati útmutatójában szereplő, területegységre számított mennyiségnek megfelelően határoztuk meg. A készítményeket 2008-ban 10 liter/ kezelés permetlével jutattunk ki. A permetlé mennyiségét az első kísérleti évben soknak találtuk, ezért 2009-ben és 2010-ben 5 liter/ kezelés mennyiségre csökkentettük. Az ültetvényben végzett összehasonlítás során és az alkalmazott fungicidek vizsgálati területre történő átsodródásának kiküszöbölésére a vegetáció kezdetén a vizsgált területek mindkét oldalán kezdetben 6-6 sor, majd a vegetáció előrehaladtával 4-4 sor izolációs távolságot hagytunk el. A kísérletekben két vizsgálati parcellán négy vizsgálati csoportot alakítottunk ki (F.3.). Közülük az I. számú csoportban kizárólagosan QoI-fungicid hatóanyagokat alkalmaztunk. A II. számú csoport kialakításának elve a gyakorlatban is alkalmazott QoI-fungicidek azon csoportját foglalta magába, melyek egyéb más hatóanyagcsoporttal kerülnek alkalmazásra és Plasmopara viticola ellen is hatásosak. A III. számú csoport a II. csoport kiegészítése más Erysiphe necator ellen alkalmazott hatóanyagokkal. A IV. csoportban a es években a BASF, a Bayer és a Syngenta növényvédőszer-gyártó cégek aktuális védekezési programja alapján végeztük a permetezéseket. A permetezések során az adott cégek által forgalmazott vegyszereket használtuk fel az általuk javasolt sorrend és dózis betartása mellett. Kontrollként kezeletlen parcellákat jelöltünk ki a vizsgálati területen belül. A vizsgálati csoportokat és parcellákat az egymást követő években mindig ugyanazon parcellára helyeztük. A fungicides védekezések mellett az inszekticidek, illetve a herbicidek esetleges gombagyérítő hatását nem vettük figyelembe. A vizsgálati években nem alkalmaztunk sem tavaszi sem vegetáció utáni téli lemosópermetezést annak érdekében, hogy a területen kialakuló, vagy meglévő esetlegesen toleráns/rezisztens állományok felszaporodását ne akadályozzuk. A kijuttatáshoz SOLO 450 típusú (F.7.3.) 10 l-es tartállyal rendelkező motoros háti permetezőgépet használtunk. A permetezés során a szórás erősségét úgy állítottuk be, hogy a permetlé a teljes lombfelületet egységesen befedje. Minden védekezés előtt ellenőriztük a szórásképet az esetleges megfolyás elkerülése érdekében. A permetezések levélfedettsége ezzel megközelítette az erőgéppel működtetett permetezőgépek hatékonyságát. 45

46 A hatóanyagok és vegyszerek megfelelő hektáronkénti adagjait alkalmaztuk a évben melyet tömegkoncentrációban adtunk meg. A gyártói technológiáknál a permetlé mennyiségére vonatkoztatott hektáronkénti dózist mértük be. A 2009-es évben a korábban is alkalmazott hatóanyagokat használtuk. A gyártói programokban alkalmazott vegyszereknek hektáronkénti dózisát, és a hatóanyagok oldat-tömegkoncentrációját 2009-ben a mindenkori hektáronkénti mennyiség kétszeresére növeltük. A dózis emelésének oka a rezisztencia/tolerancia jelenlétének további igazolása és szabadföldi körülmények közötti határozottabb elkülöníthetősége volt. A 2010-es évben a készítmények dozírozásán a ben alkalmazottakhoz képest nem változtattunk. Tömegkoncentráció képlete: Önálló QoI-hatóanyagok (I. csoport) (1. táblázat): Piraklostrobin: A BASF Comet nevű BAS F kódjelű EC formulációjú kísérleti készítménye, amely 250 g/l piraklostrobint tartalmaz. Alkalmazott adagja 1 l/ha volt. Azoxistrobin: A Syngenta Quadris nevű SC formulációjú készítménye 250 g/l azoxistrobintartalommal. Alkalmazott dózis 1 l/ha volt. Trifloxistrobin: A Bayer Zato 50 WG nevű készítménye, melynek hatóanyagtartalma 50% trifloxistrobin. Ezt 0,5 kg/ha-os adagban alkalmaztuk. QoI-hatóanyagok Plasmopara viticola elleni hatóanyagokkal kiegészített kombinációi (II. csoport) (1. táblázat): Piraklostrobin + metiram: A BASF Cabrio Top nevű WG formulációjú készítménye. Hatóanyagtartalma: 5% piraklostrobin + 55% metiram. Alkalmazott dózisa 2 kg/ha volt. Azoxistrobin + folpet: A Syngenta Quadris Max nevű SC formulációjú készítménye. Hatóanyagtartalma: 93,5 g/l azoxistrobin g/l folpet. Hektáronként 2 literes adagban juttattuk ki. Trifloxistrobin + cimoxanil: A Bayer Eclair 49 WG nevű készítménye. Hatóanyagtartlama: 25% trifloxistrobin + 24% cimoxanil. Alkalmazott adagja 0,5 kg/ha volt. Cimoxanil + famoxadon: A DuPont Tanos 50 DF nevű készítménye. Hatóanyagtartlama: 25% cimoxanil +25 % famoxadon, amit 0,4 kg/ha-os adagban alkalmaztunk. 46

47 1. táblázat Az önállóan alkalmazott QoI-hatóanyagok (I.) és a peronoszpóra elleni hatóanyagokkal kombinált QoI hatóanyagok (II.) csoportja években. Védekezések száma Csoport Kezelés Vizsgálati év ρ B (g/l) Hatóanyag I. QoI-hatóanyagok ,8 a 2009 Piraklostrobin 1, ,2 b 2009 Azoxistrobin 2, ,3 c 2009 Trifloxistrobin 0, II. a b c d QoI-hatóanyagok P. viticola elleni kiegészítő hatóanyagokkal Piraklostrobin + metiram Azoxistrobin + folpet Trifloxistrobin + cimoxanil Cimoxanil + famoxadon ,5 1 0,4 0,8 Tőke / oszlopköz 33/7 31/7 32/7 n=96+ 28/7 30/7 23/7 29/6 n=

48 A QoI-hatóanyagok és a Plasmopara viticola elleni hatóanyagok kombinációinak lisztharmatölő hatóanyagokkal való kiegészítése (III csoport): (Piraklostrobin + metiram) + kén: Cabrio Top + a BASF által gyártott Kumulus S. A 80% ként tartalmazó WG formulációjú Kumulus S-t hektáronként 4 kg-os adagban kombináltuk a 2 kg/ha-os dózisú Cabrio Top mellé. (Trifloxistrobin + cimoxanil) + kén: Eclair 0,5 kg/ha-os és Kumulus S 4 kg/ha-os adagban alkalmazva. (Azoxistrobin + folpet) + penkonazol: A Quadris Max és a Syngenta Topas 100 EC nevű készítményének kombinációja. A 10% penkonazolt tartalmazó Topas 100 EC-t 0,3 l/ha-os adagban elegyítettük a 2 l/ha-os dózisú Quadris Maxszal. A kezelések éven belüli beéllítását a 2. táblázat szemlélteti. 48

49 2. táblázat A QoI-hatóanyagok peronoszpóra és lisztharmat ellen hatásos hatóanyagokkal kiegészített kombinációi (III.) években. Csoport Kezelés III. a b c Vizsgálati év Védekezések száma ρ B (g/l) Hatóanyag QoI-hatóanyagok P. viticola E. necator elleni kiegészítő hatóanyagokkal (2) + 4 (Piraklostrobin + metiram) + kén (4) +8 (Trifloxistrobin + cimoxanil) + kén (Azoxistrobin + folpet) + penkonazol (0,5) + 4 (1) +8 (2) + 3 (4) +6 Tőke / oszlopköz 29/7 35/7 33/7 n=97+ 49

50 A gyártók komplex permetezési programjaiban szereplő egyéb készítmények Ebben a kezelési csoportban a komplex védekezési programokat alkalmaztuk, melyben a QoIhatóanyagok mellett más gombaölő szerek is szerepeltek (3. táblázat). 3. táblázat. A komplex programokban felhasznált növényvédő szerek. Gyártó Termék neve Hatóanyagtartalom Kijuttatott dózis Acrobat MZ 9 % dimetomorf + 60% mankoceb 2 kg/ha BASF BAYER SYNGENTA Cantus 50 % boszkalid 1 kg/ha Collis 200 g/l boszkalid g/l krezoxim-metil 0,4 l/ha Delan 700 WG 70% ditianon 0,5 kg/ha Flamenco 100 g/l fluquinkonazol 0,5 l/ha Forum R 60 g/kg dimetomorf g/kg rézoxiklorid 3 kg/ha Mythos 30 SC 300 g/l pirimetanil 2,5 l/ha Vivando 500 g/l metrafenon 0,25 l/ha Falcon 460 EC 167 g/l tebukonazol + 43 g/l triadimenol g/l spiroxamin 0,3 l/ha Melody Compact 49 WG 8,4 % iprovalikarb + 71,2 % rézoxiklorid 1,5 kg/ha Teldor 500 SC 500 g/l fenhexamid 1 l/ha Bravo g/l klórtalonil 2,5 l/ha Chorus 75 WG 75 % ciprodinil 0,6 kg/ha Pergado F 50 g/kg mandipropamid g/kg folpet 2,5 kg/ha Ridomil Gold MZ 68 WG 4 % mefenoxam + 64 % mankoceb 2,5 kg/ha Ridomil Gold Plus 42,5 WP 2,5 % mefenoxam + 40 % rézoxiklorid 4 kg/ha Thiovith Jet 80 % kén 10 kg/ha Topas 100 EC 10 % penkonazol 0,3 l/ha AGROTERM Rézoxiklorid 50 WP 50 % réz 3 kg/ha A IV. csoport kezeléseit a 4. táblázat szemlélteti. 50

51 4. táblázat A gyártók komplex védekezési programjai (IV.) években. Védekezések száma Csoport IV. Kezelés Vizsgálati év Dózis (ha) Hatóanyag Gyári komplex technológia 2008/10 l /5l Tőke / oszlopköz 2008 Kumulus S 5 kg/ha + Delan 700 WG 0,5 kg/ha Vivando 0,25 l/ha+ Acrobat MZ 2,0 kg/ha Cabrio Top 2,0 kg/ha + Flamenco 0,5 l/ha Vivando 0,25 l/ha+ Forum R 3,0 kg/ha Cabrio Top 2,0 kg/ha + Kumulus S 5,0 kg/ha Vivando 0,25 l/ha+ Forum RézoxikloridWP 3,0 kg/ha Kumulus S 5 kg/ha Rézoxiklorid WP 3,0 kg/ha Mythos 30 SC 2,5 l/ha + Kumulus S 5 kg/ha Rézoxiklorid WP 3,0 kg/ha a (BASF) b (BAYER) c (SYNGENTA) Kumulus S 5 kg/ha + Delan 700 WG 0,5 kg/ha Kumulus S 5 kg/ha + Delan 700 WG 0,5 kg/ha 2008 Kén 5kg/ha 2009 Kén 5kg/ha 2010 Kén 5kg/ha Thiovit Jet 10,0 kg/ha Topas 100 EC 0,3 l/ha + Ridomil Gold MZ 68 WG 2,5kg/ha Vivando 0,25 l/ha+ Acrobat MZ 2,0 kg/ha Vivando 0,25 l/ha+ Acrobat MZ 2,0 kg/ha Falcon 0,3 l/ha + Melody Compact 1,5 kg/ha Falcon 0,3 l/ha + Melody Compact 1,5 kg/ha Falcon 0,3 l/ha + Melody Compact 1,5 kg/ha Bravo 500 2,5 l/ha + Topas 100 EC 0,3 l/ha Quadris Max 2,0 l/ha Cabrio Top 2,0 kg/ha + Flamenco 0,5 l/ha Cabrio Top 2,0 kg/ha + Collis 0,4 l/ha Eclair 0,5 kg/ha Eclair 0,5 kg/ha Eclair 0,5 kg/ha Ridomil Gold MZ 68 WG 2,5 kg/ha + Topas 100 EC 0,3 l/ha Topas 100 EC 0,3 l/ha + Pergado F 2,5kg/ha Vivando 0,25 l/ha+ Forum R 3,0 kg/ha Vivando 0,25 l/ha+ Forum R 3,0 kg/ha Falcon 0,3 l/ha + Melody Compact 1,5 kg/ha Falcon 0,3 l/ha + Melody Compact 1,5 kg/ha Falcon 0,3 l/ha + Melody Compact 1,5 kg/ha Quadris Max 2,0 l/ha Quadris Max 2,0 l/ha Cabrio Top 2,0 kg/ha + Kumulus S 5,0 kg/ha Cabrio Top 2,0 kg/ha + Collis 0,4 l/ha Eclair 0,5 kg/ha Eclair 0,5 kg/ha Eclair 0,5 kg/ha Quadris Max 2,0 l/ha Quadris Max 2,0 l/ha Vivando 0,25 l/ha+ Forum RézoxikloridWP 3,0 kg/ha Vivando 0,25 l/ha+ Forum+ Rézoxiklorid WP 3,0 kg/ha Falcon 0,3 l/ha + Melody Compact 1,5 kg/ha Falcon 0,3 l/ha + Melody Compact 1,5 kg/ha Falcon 0,3 l/ha + Melody Compact 1,5 kg/ha Quadris Max 2,0 l/ha Topas 100 EC 0,3 l/ha + Pergado F 2,5kg/ha X Kumulus S 5,0 kg/ha + Rézoxiklorid WP 3,0 kg/ha X X Kén 5,0 kg/ha + Rézoxiklorid WP 3,0 kg/ha Ridomil Gold MZ 68 WG 2,5 kg/ha + Topas 100 EC 0,3 l/ha + Chorus 75 WG 0,6 kg/ha X Cantus 1,0 kg/ha + Rézoxiklorid WP 3,0 kg/ha Cantus 1,0 kg/ha + Rézoxiklorid WP 3,0 kg/ha Kén 5,0 kg/ha + Rézoxiklorid WP 3,0 kg/ha + Teldor 1,0 l/ha Kén 5,0 kg/ha + Rézoxiklorid WP 3,0 kg/ha + Teldor 1,0 l/ha Kén 5,0 kg/ha + Rézoxiklorid WP 3,0 kg/ha + Teldor 1,0 l/ha Thiovit Jet 10,0 kg/ha + Ridomil Gold MZ 68 WG 2,5 kg/ha + Chorus 75 WG 0,6 kg/ha Thiovit Jet 10,0 kg/ha + Ridomil Plus 4,0 kg/ha + Chorus 75 WG 0,6 kg/ha 26/7 31/7 30/ Topas 100 EC 0,3 l/ha + Ridomil Gold MZ 68 WG 2,5kg/ha Quadris Max 2,0 l/ha + Thiovit Jet 8,0 kg/ha Topas 100 EC 0,3 l/ha + Pergado F 2,5kg/ha Quadris Max 2,0 l/ha + Thiovit Jet 8,0 kg/ha Quadris Max 2,0 l/ha + Thiovit Jet 8,0 kg/ha Topas 100 EC 0,3 l/ha + Pergado F 2,5kg/ha Thiovit Jet 10,0 kg/ha + Ridomil Plus 4,0 kg/ha Thiovit Jet 10,0 kg/ha + Ridomil Plus 4,0 kg/ha + Chorus 75 WG 0,6 kg/ha n=87+ 51

52 A kísérleti terület sorainak kontroll tőkéi a kísérlet éveiben fungicides védelemben nem részesültek (Kontroll csoport) (F.3.). A vizsgálati évek során 2008-ban 7, míg 2009-ben és 2010-ben 8-8 permetezést végeztünk (F.4.) A kísérleti terület klímatikus tényezőinek vizsgálata A terület adottságai közül elsőként dél-keleti, vízfelületre néző fekvése a legszembetűnőbb (6. ábra). A vízfelület által biztosított kiegyenlítettebb klíma alapján egyenletesebb fertőzési nyomásra és kiegyenlítettebb évjárathatásra számítottunk. A vízfelület mikroklímatikus hatását ilyen szempontok alapján vettük figyelembe. A fertőzések jobb nyomonkövethetőségének érdekében, Methos típusú meteorológiai mérőállomással vettük fel a vizsgálati évek főbb időjárási adatait (F. 6). A mérések során, az automata mérőállomás által rögzített adatok közül, a lisztharmatgomba fertőzését leginkább befolyásoló időjárási paramétereket vettük figyelembe és követtük nyomon. Ezek a léghőmérséklet, a csapadék és a páratartalom voltak. 6. ábra. Az Olasz rizling GK1 vizsgálati tábla és a Balaton. 52

53 A kísérletek beállítása, lefolytatása. A szabadföldi vizsgálatok beállítása: A két különböző fajtában ( Olasz rizling GK1 ; Merlot CI 181 ) beállított kísérletben a kezeléseket 3 ismétlésben (2008-ban az Olasz rizling GK1 fajtában 6 ismétlésben) végeztük. Egy ismétlést egy oszlopköz, azaz 5 tőke ( Olasz rizling GK1 ) illetve 6 tőke ( Merlot CI 181 ) jelentett 2008-ban ben és 2010-ben az ismétlésenkénti tőkeszámot lecsökkentettük a Merlot CI 181 -es fajtában az ismétlésszám megőrzése érdekében. Kontrollként kezeletlen oszlopközöket/ tőkéket alkalmaztunk (Kontroll csoport). A vizsgálati csoportok a következők voltak: I. Önálló QoI-hatóanyagok; II. QoIhatóanyagok Plasmopara viticola elleni hatóanyagokkal kiegészített kombinációi; III. QoIhatóanyagok és a Plasmopara viticola elleni hatóanyagok kombinációinak lisztharmatölő hatóanyagokkal való kiegészítése; IV. A gyártók komplex permetezési programjai. A felvételezések során egy 0-tól 5-ig terjedő skála alapján osztályoztuk a levelek fertőzöttségét azok lisztharmattal való borítottsága szerint, majd megállapítottuk a Townsend Heuberger betegségfokot (Gartner 1971). Az egyes parcellákon levelet vizsgáltunk. Az összesített fertőzöttségi skála a 7. ábrán látható. A levélfertőzöttséget a szabadföldi gyors értékelés céljából az ábrán látható módon értékeltük. A fertőzöttségi értékek alapján a %-os értékek is leírásra kerültek. A fertőzésmentes leveleket 0-ás szintnek, azaz 0 %-os fertőzöttségnek vettük. 1-es szintnek tekintettük a 0-5%-os fertőzöttséget, 2 es szintnek az 5-25 %-os fertőzöttséget, 3-asnak a 25-50%-ot, 4-esnek az 50-75%-ot és 5-ösnek a %-os fertőzöttséget. 7. ábra. Lisztharmat-borítottsági szintek a különböző fertőzöttségi kategóriákban. 53

54 Az éves védekezések megkezdése előtt általános állományfelmérést végeztünk a fertőzőképletek felmérése érdekében A vegetációs időszakban végzett cserszegtomaji értékelések során a fertőzések egyértelműbb elbírálásához szúrópróba szerűen mintákat gyűjtöttünk a vizsgálati parcellákról, majd azokat binokuláris mikroszkópos vizsgálatnak vetettük alá, ahol a fertőzőképletek életképességét, illetve fejlettségi stádiumát vizsgáltuk (8. ábra). A fertőzöttségi szinteket (7. ábra) ez alapján erősítettük meg. 8. ábra. Cserszegtomaji életképes minták (5X-378X nagyítási tartományban, 1X- 6,3X zoom tartományban). A felvételezések során az egyes parcellákon belül található tőkék közül a középső, leginkább elszigetelt tőkét értékeltük. A vizsgálati évek során 2008-ban nyolc, míg 2009-ben és 2010-ben értékelést végeztünk (F.4.) Az alkalmazott statisztikai módszerek A fertőzöttségi adatokat évenként, kezelésenként és fungicidcsoportonként átlagoltuk. A fungicidcsoportok átlagait az SPSS 13.0-ás verziójú statisztikai szoftverrel kéttényezős varianciaanalízisnek vetettük alá, ahol meghatároztuk a 95%-os konfidenciaszintet, majd ezt követően az egyes fungicidcsoportok egymáshoz viszonyított szignifikanciaszintjét. A vizsgált fajták esetében szintén meghatároztuk a 95%-os konfidenciaszintet és az egyes fajták fertőződésének szignifikanciáját. A fajták és a kezelések közötti összefüggéseket is hasonló módon vizsgáltuk. 54

55 4. 3. A szabadföldi kísérletekben használt QoI-fungicidek hatékonyságának in vitro vizsgálata A vizsgálat helye A Cserszegtomaji Tangazdaságban beállított 2008 és 2010 között végzett kísérletek önálló QoI-hatóanyagokkal permetezett parcelláiból begyűjtött levélmintákat in vitro vizsgálatoknak vetettük alá. Ezeket a vizsgálatokat a Pannon Egyetem Georgikon Karának Kertészeti Tanszékén és a Kar Biotechnológiai Csoportjánál végeztük A vizsgálat anyaga A mintákat a vegetációs periódus végén szedtük, miután kialakult a végleges fertőzöttségi szint a lombozaton. Mindkét fajtában ( Olasz rizling GK 1 és Merlot CI 181 ) beállított kísérletből szedtünk mintákat, a parcellák középső tőkéjének középső termőalapjairól (9. ábra). A mintavételi hely meghatározásánál szempont volt, hogy minél jobban kizárjuk az esetleges permetlé-elsodródásból eredő hibás mintavétel lehetőségét. A szabadföldi kísérletektől eltérően, ennél a vizsgálatnál fertőzött fürtöket is begyűjtöttünk. 9. ábra. A Cserszegtomajon gyűjtött minták felvételezési helye a tőkén 55

56 A mintavételezés során tőkénként 1-4 db 4-6 leveles lisztharmattal fertőzött hajtást, valamit a bogyófertőzés idején 1-4 fürtöt gyűjtöttünk be. A mintákat annak érdekében, hogy a feldolgozásig ne károsodjanak, párás környezetben tároltuk. A párás környezet biztosítására nedves vattapamaccsal ellátott megfelelő méretű (30x50 cm) félig felfújt nejlonzacskókat alkalmaztunk. A szedés, a szállítás és a feldolgozás során a mintákat hűtőtáskában tároltuk (10. ábra). 10. ábra. A begyűjtött minták szállítása és feldolgozásig történő tárolása. Az in vitro vizsgálatok megkezdése előtt binokuláris mikroszkóp (Nikon SMZ 800) alatt szemrevételeztük a lisztharmatgomba penészgyepének életképességét levélen és fürtön (11. ábra) annak érdekében, hogy biztosan életképes mintákkal dolgozzunk. A tenyészgyepeket, fertőzőképleteket, melyek kiszáradtak illetve sérültek voltak, életképtelennek ítéltük. Az ellenőrzést követően csak a leveleken talált életképes telepeket dolgoztuk fel. 11. ábra. Erysiphe necator friss penészgyepe a begyűjtött minták felszínén (5X-378X nagyítási tartományban, 1X-6,3X zoom tartományban). 56

57 A vizsgálat módszere A minták feldolgozásának két módozatát alkalmaztuk: Az első módszernél a 4-6 leveles hajtások 3 szintjéről (hajtásalaphoz közeli, középső és hajtásvég közeli) összeválogatott levelekről desztillált víz és ecset segítségével lemostuk a fertőzőképleteket tartalmazó penészgyepet. A szuszpenziót ezt követően egy-egy 2 ml-es Eppendorf csőbe injektáltuk 10 ml-es fecskendő segítségével. Az Eppendorf csöveket az elemzésig folyékony nitrogénben történő fagyasztás után -80 C-on tároltuk. A másik módszer esetében a hajtások 3 különböző levélemeletéről összeválogatott, fertőzőképleteket viselő leveleket feldaraboltuk. A feldarabolás során használt ollót az egyes hajtások és kezelési csoportok különböző parcelláiról származó minták feldolgozása között 80%-os etanolos oldattal és annak leégetésével fertőtlenítettük. A feldarabolt levelek fertőzött részeit ezek után fertőtlenített csipesszel 2 ml-es Eppendorf csövekbe helyeztük. A lezárt, katalogizált mintákat ebben az esetben is folyékony nitrogénben fagyasztottuk, és az elemzésig szintén -80 C-on tároltuk (12. ábra). 12. ábra. Minták tárolása 80 C-on. 57

58 DNS-tisztítás A DNS-tisztítást a 2010-ben gyűjtött mintákból végeztük el. A választás a Cserszegtomaji hatóanyag-vizsgálatok eredményei (Eredmények 5.1.) alapján esett erre az évre. A DNS-tisztítást cetiltrimetilammónium bromidos (CTAB) módszerrel (Doyle és Doyle 1990) végeztük, amelyet a jó minőségű DNS kivonásának érdekében tovább optimalizáltunk. A -80 C-on tárolt levélmintákból 100 mg-ot helyeztünk Eppendorf csövekbe és 2 mg kvarchomokot adtunk hozzájuk. A kezdeti sejtfeltárást üveglándzsával történő zúzással végeztük. Ezt követően hozzáadtuk a feltárást segítő lízis puffert és tovább zúztuk. Mintánként 600 µl lízis puffert (2% CTAB, 1,4 M NaCl, 0,2% 2-merkaptoetanol, 20 mm EDTA, 100 mm tris-hcl, 8,0 ph) használtunk, melyet előzetesen 60 C-ra melegítettünk vízfürdőben. Ezt követően a mintákat 45 percre 60 C-os vízfürdőbe helyeztük. Az inkubálási idő alatt a mintákat három alkalommal 15 percenként a csövek oda-vissza forgatásával óvatosan összekevertük. A vízfürdő után szobahőmérsékleten állni hagytuk a mintákat, majd ezt követően a fehérjék eltávolítása érdekében 600 µl CIA-t (kloroform: izoamil-alkohol = 24:1) adtunk hozzájuk és 10 percig 90 rpm-mel szobahőmérsékleten rázattuk. A rázatás után 8000 rpm-en 15 percig centrifugáltuk (Hettich EBA 12). A centrifugálás után a felső vizes fázist (400 µl) tiszta Eppendorf csövekbe pipettáztuk, majd mintánként 500 µl előhűtött izopropanolt adtunk hozzá és 15 percre 4 C-os hőmérsékleten inkubáltuk. Az inkubáció után a mintákat rpm-en 10 percig centrifugáltuk. Az izopropanolos oldat eltávolítása után a pelletekhez 1 ml 99 %-os etanolt + 40 µl 3 M Naacetát oldatot adtunk. A mintákat ezt követően rpm-en 10 percig centrifugáltuk, majd a folyadékot leöntöttük (13. ábra) és átmostuk 1 ml 75% etanollal, majd 8000 rpm-en 5 percig centrifugáltuk. Ezt követően a folyadékot eltávolítottuk. A pelleteket egy éjszakán át szobahőmérsékleten szárítottuk. 58

59 13. ábra. A pelletek rpm-es centrifugálás után. Az inkubációs idő leteltével a pelleteket 100 µl TE pufferben (10 mm Tris-HCl, 1 mm EDTA, 7,4 ph) visszaoldottuk. A visszaoldást követően NanoDrop (Thermo Scientific NanoDrop 2000 Spectrophotometer) segítségével megmértük a minták genomiális DNStartalmát (14. ábra) és egységesen ng/ µl koncentrációra hígítottuk, majd - 20 C-on tároltuk őket. Ezt a tisztítási eljárást mindkét mintavételezési módszer esetében elvégeztük. 14. ábra. A minták genomiális DNS-tartalmának ellenőrzése. 59

60 E. necator fertőzött levélminták vizsgálata PCR technikával Annak érdekében, hogy a mintáink gomba-dns tartalmának megfelelő minőségét és mennyiségét ellenőrizzük, gomba specifikus ITS1-ITS4 primerekkel PCR-t végeztünk. A PCR reakciót Eppendorf Mastercycler 384-es készülékben futtatuk le. A reakcióelegy összetétele a következő volt: 40 ng DNS templát, 1,2 µl a primerekből (10 pmol) 1,2 mikroliter 2 mm dntp (Fermentas, Litvánia), 1,5 µl DreamTaq PCR puffer, 0,2 U DreamTaq polimeráz enzim. A reakcióprofil a következő volt: 94 C 5 perc, 35 ciklus: 94 C 45 s, 55 C 30s, 72 C 80s, és a végső extenzió 72 C 10 perc. A QoI-rezisztencia kimutatására irányuló molekuláris vizsgálathoz a jó minőségű és detektálható mintákat választottuk ki Primer tervezés a citokróm b gén pontmutációt tartalmazó szakaszára A primer tervezés kiinduló pontja a citokróm b gén 329. nukleotid pozíciójában lévő és a QoI fungicidekkel szembeni rezisztenciáért más fajokban felelős mutációs pont kimutatása volt, melynek érdekében a mutációs pont két oldalára ún. belső, valamint e ponttól néhány száz bázispárral távolabb mindkét irányban ún. külső primereket terveztünk. A primer tervezést a Blumeria graminis citokróm b génjének szekvenciájára alapoztuk. A B. graminis-hez és az Erysiphe necator-hoz filogenetikai értelemben közeli fajok citokróm b szekvenciáit kigyűjtöttük a NCBI (National Center for Biotechnology Information, USA) és DDBJ (DNA DataBase of Japan) adatbázisokból. A szekvenciák hasonlósága alapján külső és belső degenerált primereket terveztünk (5. táblázat). A külső primerekkel egy ~680 bázispár (bp) méretű PCR terméket vártunk, míg a belső primerek a 3 végükön a 329. pozícióban lévő és a rezisztenciáért felelős nukleotid normál, illetve mutáns típusára voltak specifikusak. 60

61 5. táblázat A Blumeria graminis alapján tervezett primerek. Primer CBF1own CBF1ownR BluGra-143CF-Res BluGra-143CF-Sen BluGra124 PMR5 CBR3 PMR4 EriNecPMR4 EriNec-MutF EriNec-MutR EriNec-MutF-Deg EriNec-MutR-Deg EriNec1 EriNec2 EriNec3 EriNec3R EriNec4 EriNec5 EriNec6 EriNec7 EriNec8R Tervezett primer szekvenciák Szekvencia 5'-TATTATGCGDGATGTTAATAACGG-3' 5 -CCGTTATTAACATCHCGCATAATA-3 5 -CAGATGAGCCACTGGGC-3 5 -CAGATGAGCCACTGGGG-3 5 -GGATGATTAATACGTTACATACA-3 5 -ACTCCGGTACAATAGCAGCC-3 5 -CCTAATAATTTATTAGGTATAGATCTTA-3 5 -TAATATTGCATAGAAGGGCAG-3 5 -TTAGGTATAGATCTTARWGCATAG-3 5 -AGCCTATGGGCTGCAACCGTTA-3 5 -TAACGGTTGCAGCCCATAGGCT-3 5 -AGCCWMTGGGCTGCAACCGTTA-3 5 -TAACGGTTGCAGCCCAMWGGCT-3 5 -GGTACAGTAATATTCATTTTAATGATGG-3 5 -GGCTACAGCATTCTTGGGTTATG-3 5 -CAATTGGTACAGTAATATTC-3 5 -GAATATTACTGTACCAATTG-3 5 -ACCCTACGGGCAGATGAGCC-3 5 -TACGGGCAGATGAGCCTATGGG-3 5 -AACCGTTATTACTAACCTTATGAGCGC-3 5 -TAACCTTATGAGCGC-3 5 -ATAGGCTCATCTGCCCGTAGGG A citokróm b gén allél specifikus felszaporítása PASA primerekkel. A citokróm bc1 gén 653 bázispár (bp) méretű pontmutációt tartalmazó szakaszát és a rezisztensekre jellemző 216 bp hosszúságú DNS fragmentumokat a BluGra124 (F) (5 - GGATGATTAATACGTTACATACA-3 ), CBR3 (R) (5 - CCTAATAATTTATTAGGTATAGATCTTA-3 ), és Enec1 R (5 - TAGTAATAACTGTTGCTG-3 ) primerek egyidejű alkalmazásával szaporítottuk fel. A PCR reakció a következő volt: 94 C 2 perc; 45 ciklus: 94 C 15 másodperc, 56 C 15 másodperc, 72 C 30 másodperc, végül 72 C 3 perc. 61

62 A DNS fragmentumok elválasztása gélelektroforézissel, és dokumentálásuk A PCR termékeket 5 mikroliter Bromfenol-kék festékkel festettük meg majd 1,5% agaróz (Electran, UK) gélen 0,5 x TBE pufferben választottuk szét. Az elektroforézist követően a PCR termékeket etídium-bromiddal festettük és GeneGenius Bio-Imaging System (Syngen, UK) géldokumentációs rendszerrel detektáltuk Magyarország egyes borvidékeiről származó liszharmatgomba-populációk in vitro vizsgálata QoI-rezisztenciára A kísérlet helye A begyűjtött mintákat a Pécsi Tudományegyetem Természettudományi Kar, Biológiai Intézet, Általános és Környezeti Mikrobiológiai Tanszékén monospóráztuk, majd a mintákat a Pannon Egyetem Georgikon Karának Kertészeti Tanszékén dolgoztuk fel tárolásra alkalmas formára. Az in vitro vizsgálatokat a Pannon Egyetem Georgikon Karának Biotechnológia Csoportjánál végeztük A kísérlet anyaga A mintavételezést 2009 júliusában végeztük a szőlő tenyészidőszakának közepén, kevéssel a lisztharmatfertőzés beindulása után. Magyarország 22 borvidéke közül csupán kettőről nem sikerült mintákat gyűjtenünk. A minták feldolgozása során kilenc borvidékről származó mintát alkalmatlannak találtunk, ezért csak a legmegfelelőbb és nagy számban rendelkezésre álló mintákkal folytattuk a vizsgálatot (F. 7.). Az Egri és Szekszárdi borvidék azon két szőlőültetvényét is megmintáztuk, ahol hazánkban a lisztharmatgomba QoI-fungicidekkel szembeni rezisztenciáját először észlelték (Füzi 2007). Minden ültetvényből 4 db 4-6 leveles hajtást gyűjtöttünk be. A minták károsodásának megakadályozására párás környezetben tároltuk azokat, aminek a biztosítása nedves vattapamaccsal ellátott megfelelő méretű (30x50 cm) félig felfújt nejlonzacskókkal történt. A szállítás és feldolgozás idejére a mintákat hűtőtáskában tároltuk. A monospórázási eljárások megkezdése előtt binokuláris mikroszkóp segítségével ellenőriztük, hogy a gomba penészgyepe alkalmas-e a további vizsgálatokra. 62

63 A kísérlet módszere A begyűjtött minták monospórázása Az ország területéről összegyűjtött mintákat a Pécsi Tudományegyetem Természettudományi Kar, Biológiai Intézet, Általános és Környezeti Mikrobiológiai Tanszékére szállítottuk, majd megkezdtük azok feldolgozását. A feldolgozás első lépéseként (az életképességi vizsgálat után) inkubáltuk a fertőzött leveleket és a fertőzőképleteket a beszállított mintákon. Az inkubáció során vizes agarra helyeztük a levélminták fertőzött részeit, majd azokat 7-10 napra klímaszobában helyeztük el. A klímaszobában a mintákon felszaporodott kórokozó fertőzőképleteit ezután kezdtük el monospórázni. A monospórázást binokuláris mikroszkóp alatt végeztük, melynek lényege az életképes konídiumtartókról egyetlen konídium átoltása egy teljesen fertőzésmentes fogékony levélre. A leveleket a korábban Keszthelyről Pécsre szállított gyökeres dugványokról, valamint a Pécs környéki ültetvényekről szedtük. A fajta tekintetében a Cabernet sauvignonra esett a választás, ugyanis a Pécsen korábban elvégzett tesztelések során ez a fajta bizonyult a leginkább alkalmasnak a laboratóriumi vizsgálatokhoz. A megszedett levélmintákat tisztítási eljárásnak vetettük alá. A fertőtlenítő oldat 160 ml sterilizált desztillált víz, 40 ml háztartási hypo és 20 mikroliter (1 csepp) Tween 80-ból állt. A leveleket az elkészített oldatban szobahőmérsékleten 20 percig alacsony fordulatszámon rázattuk. A steril desztillált vízzel többször átöblített 0,5 cm-es levélnyéllel rendelkező leveleket vizes agarba helyezve raktuk le. A folyamat előkészületeként steril üvegpetricsészékben agar-agar oldatot füztönk és adagoltunk ki. Az előkészített leveleket 12 órás időintervallumban állni hagytuk, hogy a hypo által túlzottan kilúgozott leveleken jelentkezzenek a klorofillhiány tünetei. Ezeket a leveleket eltávolítottuk, majd megkezdtük a monospórás átoltás műveletét. A monospórázást sterilbox alatt végeztük. A fertőzött inkubált levelekről binokuláris mikroszkóp (NIKON SMZ 800) alatt életképes konídiumokat vettünk le egyenként vékonyszálú ecset segítségével és helyeztük át az előzetesen fertőtlenített levelekre. A lisztharmatgomba egy-egy konídiumával fertőzött leveleket klímaszobában inkubáltuk (15. ábra). A kifejlődött fertőzőképleteket ezután a DNS- vizsgálatok előtt többször átoltottuk. 63

64 15. ábra. Monospórázáson átesett inkubáció alatt lévő minták a pécsi klímaszobában. A begyűjtött minták, valamint a monospórázott minták fertőzött részeit ezután feldaraboltuk és fertőtlenített csipesszel 2 ml-es Eppendorf csövekbe helyeztük megfelelően elkülönítve. A lezárt katalogizált Eppendorf csöveket ebben az esetben is folyékony nitrogénben fagyasztottuk és az elemzésig - 80 C-on tároltuk kezdetben Pécsen, majd Keszthelyen a Biotechnológia Csoport laboratóriumában DNS-tisztítás Magyarország egyes borvidékeiről származó mintákból. A DNS-tisztítás során Magyarország 11 borvidékéről származó 48 db mintát dolgoztunk fel. A vizsgálat reprodukálhatósága érdekében (a minták akacsony száma és a genetikai anyag megőrzése céljából), azonban nem mindegyiket vetettük PCR vizsgálat alá. A minták kiválasztása esetében arra törekedtünk, hogy a lehető legátfogóbb képet kapjuk az Erysiphe necator magyarországi QoI-rezisztenciájával kapcsolatosan (F.7.). A DNS-tisztítást a pontban a cserszegtomaji minták feldolgozásánál leírt módszerrel végeztük A Magyarország egyes borvidékeiről származó minták QoI-rezisztenciájának PASA módszerrel történő vizsgálata. A vizsgálatokat a pontban leírtak alapján végeztük el. 64

65 5. Eredmények A szabadföldi vizsgálatok eredményei A szabadföldi kísérletek éveiben ( ) megfelelő lisztharmat-fertőzöttség alakult ki a vizsgálatok elvégzéséhez, bár a három esztendő időjárása különböző volt (6. táblázat). Mindhárom vizsgálati év esetében a hőmérséklet az évszakoknak megfelelően alakult, a május, június, július hónapok során emelkedő tendenciát mutatott, legmelegebb a július volt. A páratartalom mindhárom évben, 70% és 78,4% között változott. A legmagasabb páratartalmat mindhárom évben június hónapban mértük. A havi csapadékösszegek tekintetében számottevő különbségeket tapasztaltunk. Átlagos csapadékmennyiség hullott 2008-ban, míg a legszárazabb a 2009-es, a legcsapadékosabb pedig a 2010-es év volt ban és 2009-ben a legcsapadékosabb hónap a június volt, míg 2010-ben májusban hullott a legtöbb csapadék. A vizsgálati évek időjárási adatainak alakulását az 5. függelék szemlélteti. 6. táblázat. Időjárási adatok a vizsgálati területen a bogyófertőzés időszakában. Időjárási mutatók Átlaghőmérséklet ( C) Relatív légnedvesség (%) Csapadékmennyiség (mm) május június július május június július május június július 15,8 19,8 20,2 16,0 17,6 21,0 15,5 18,6 21,8 70,0 77,4 74,2 74,8 78,4 73,6 70,5 78,0 72,3 38,2 104,0 84,6 60,0 24,2 1,0 152,4 97,8 44,0 A lisztharmatgomba micéliumos áttelelésére utaló zászlós hajtásokat egyik esztendőben sem találtunk a kísérleti területen. A kórfolyamatot mindhárom évben a tőkéken áttelelt kazmotéciumokból kiszóródott aszkospórák indították be. A kezeletlen parcellák megbetegedéséből látható, hogy a fertőzési nyomás eltérően alakult a vizsgálati években (16. és 17. ábra). A legnagyobb fertőzési nyomást 2008-ban tapasztaltuk mindkét vizsgált fajta esetében. Ebben az évben már a bogyófejlődés elején súlyos fertőzöttség jött létre a levélfelületeken ben alakult ki a legkisebb fertőzési nyomás, amikor a levélfelület csak a zsendülés idejére betegedett meg súlyosan. A év fertőzési nyomása a két korábbi év 65

66 közé tehető, erős fertőzöttség a fürtzáródás időszakában alakult ki mindkét vizsgált fajta esetében. A mikroszkópos ellenőrzések során minden esetben azonosítottunk életképes fertőzőképleteket. A vegetációban folyamatosan fennálló fertőzési nyomás miatt a folytonos fertőzésben fiatalabb, öregebb és elhalt telepekkel is találkoztunk. 16. ábra. Kezeletlen parcellák lisztharmat-fertőzöttségének alakulása levélen a vizsgálat három évében Olasz rizling GK1 fajta esetében. 17. ábra. Kezeletlen parcellák lisztharmat-fertőzöttségének alakulása levélen a vizsgálat három évében Merlot CI 181 fajta esetében. 66

67 A évi vizsgálatok eredményei 2008-ban súlyos lisztharmat-fertőzöttség alakult ki mindkét vizsgálati helyen. Mérhető hatékonyságbeli különbséget tapasztaltunk az egyes fungicidcsoportok között, ugyanakkor az Olasz rizling GK 1 és Merlot Cl 181 fajta esetében is hasonló eredményt adtak az egyes kezelések. Az Olasz rizling GK 1 kezeletlen kontrolljában már július végére 100%-os fertőzöttség alakult ki. A Merlot C1 181 fajta esetében 1 héttel később érte el a fertőzöttség a 100%-os szintet. A permetezések között számos felvételezést végeztünk, melyek alkalmával a fertőzöttségi szintek megállapítása mellett a soron következő védekezések időpontjait is meghatároztuk ban a június végéig tapasztalt fertőzésmentesség, és a száraz időjárás miatt hosszabb permetezési intervallumokkal (10-22 nap) dolgoztunk, tesztelve egyben a QoI-fungicidek hatástartamát. A 2008-as vizsgálatokban egyértelműen az önálló QoI-hatóanyagokból álló fungicidcsoport (I. csoport) bizonyult a legkevésbé hatékonynak a lisztharmat leküzdésében (18. ábra). A vegetáció során ebben a csoportban a fertőzöttségi szint hasonlóképpen változott, mint a kezeletlen kontrollban, bár a fungicidek eleinte mutattak némi hatást. A csoportban alkalmazott hatóanyagok (piraklostrobin, azoxistrobin és trifloxistrobin) egymástól nem mutattak jelentős eltérést, a piraklostrobin kicsivel hatékonyabbnak bizonyult a másik kettőnél. 67

68 18. ábra. Az I. csoport (a/ piraklostrobin; b/ azoxistrobin; c/ trifloxistrobin) fertőzöttségének alakulása levélen A., Olasz rizling; B., Merlot fajták esetében a 2008-as évben. A specifikus hatóanyagokkal kiegészített QoI-fungicidek, valamint a gyártók által összeállított tervszerű védekezési programok (kontakt és felszívódó hatóanyagok) már hatékonyabbak voltak. A II. csoportban a QoI-hatóanyagok Plasmopara viticola elleni hatóanyagokkal kiegészített kombinációi (a piraklostrobin + metiram (II.a.), az azoxistrobin + folpet (II.b.), a trifloxistrobin + cimoxanil (II.c.) és az Olasz rizling GK1 esetében a cimoxanil + famoxadon (II.d.)) már némileg hatékonyabbak voltak, mint az önálló QoI-hatóanyagok, különösen a kezdeti időszakban. A fertőzöttség azonban egyes esetekben (pl. II.d.) 68

69 megközelítette a kezeletlen kontroll fertőzöttségét. Végeredményben a II. csoport hatástalansága is egyértelműen beigazolódott (19. ábra). A csoporton belül a piraklostrobin + metiram és a cimoxanil + famoxadon kombináció még kevésbé volt hatékony, mint a trifloxistrobin + cimoxanil és az azoxistrobin + folpet kombináció az Olasz rizling GK1 fajtában. 19. ábra. A II. csoport (a/ piraklostrobin+metiram; b/ azoxistrobin+folpet; c/ trifloxistrobin+cimoxanil) fertőzöttségének alakulása levélen A., Olasz rizling; B., Merlot fajták esetében a évben. A III. csoportban a QoI-hatóanyagok Plasmopara viticola és Erysiphe necator elleni hatóanyagokkal kiegészített kombinációi (piraklostrobin + metiram +kén (III.a.), trifloxistrobin + cimoxanil + kén (III.b.), azoxistrobin + folpet + penkonazol (III.c.) mind az Olasz rizling GK1, mind a Merlot C1 181 fajtában közel 40%-kal hatékonyabbak voltak, 69

70 mint az önálló strobilurinok (I. csoport). A megbetegedés a II. csoporthoz képest is később következett be, de a nagy fertőzési nyomás következtében a hatékonyság a vegetáció végére jelentősen csökkent (19. ábra). A III. csoporton belül a Merlot C1 181 fajtánál a piraklostrobin + metiram +kén (III.a.) és a trifloxistrobin + cimoxanil + kén (III.b.) mutattak jobb hatékonyságot közel azonos módon (20. ábra). A II. és III. csoport között egyértelműen a III. csoport (Erysiphe necator elleni specifikus hatóanyagokkal kiegészített QoI-fungicidek) volt a hatékonyabb. 20. ábra. A III. csoport (a/ piraklostrobin + metiram +kén; b/ trifloxistrobin + cimoxanil + kén; c/ azoxistrobin + folpet + penkonazol) fertőzöttségének alakulása levélen az A., Olasz rizling; B., Merlot fajták esetében a évben. A IV. csoportban a BASF (IV.a.), a Bayer (IV.b.) és a Syngenta (IV,c.) 2008-as évre ajánlott védekezési programját vizsgáltuk. Ebben, a gyártók ajánlása alapján összeállított 70

71 védekezési csoportban (IV. csoport) a nagy fertőzési nyomás hatására a vártnál gyengébb hatékonyságokat mértünk (21. ábra). A csoporton belül az egyes kezelések közel azonos eredményt adtak. A Merlot C1 181 fajtában valamivel jobb volt a védekezés hatékonysága. 21. ábra. A IV. csoport (a/ BASF; b/ Bayer; c/ Syngenta) fertőzöttségének alakulása levélen A., Olasz rizling és B., Merlot fajták esetében a 2008-as évben. Az egyes csoportokban kialakult fertőzöttségi szint felmérése után az adatokat átlagoltuk, majd kéttényezős varianciaanalízissel vizsgáltuk. Ennek eredményeit a 7. táblázatban közöljük. Az egyes csoportok között már az első vizsgálati évben hatékonyságbeli eltérés jelentkezett annak ellenére, hogy a kísérletek beállítása előtti években végzett üzemi védekezés hatékonysága nem utalt a fungicidekkel szembeni toleranciára vagy rezisztenciára a területen. A specifikus lisztharmatölő szerekkel kombinált QoI-hatóanyagok (III. csoport) és a gyártók által összeállított védekezési programok szignifikánsan hatékonyabbnak bizonyultak a többi csoportnál. 71

72 7. táblázat. A különböző fungicidcsoportokkal végzett védekezés hatékonysága a évben. Fertőzöttségi szint 1 Fix hatás Kezelések SE (P value =) OR 7 (n = M 8 (n = 126) Trt 9 Var 10 Ttr x Var ) I a 2.19 a ±0.26 II a 2.20 a ±0.22 III b 1.51 b ±0.26 IV b 1.56 b ±0.26 K a 2.62 a ± Jelentése ± SE (Standard Hiba). 2 QoI hatóanyagok. 3 QoI hatóanyagok és P. viticola elleni kiegészítő anyagok. 4 QoI hatóanyagok és E. necator elleni kiegészítő anyagok. 5 Gyártók által javasolt védekezési technológia. 6 Kezeletlen kontroll. 7 Olasz rizling GK 1. 8 Merlot CI Kezeléshatás; 10 Fajta hatás; 11 Kezelés és fajta hatás interakciója. ab Azonos oszlopok eltérő mutatószámokkal (P<0.05). n A felvételezést követő súlyozottan átlagolt ismétlések száma. 72

73 A évi vizsgálatok eredményei 2009-ben a kórfolyamat később indult el, mint egy évvel korábban. Augusztus végére azonban a kezeletlen kontroll fertőzöttsége ebben az évben is elérte a 100 %-os szintet. Az I. és a II. csoport gombaölő szereivel permetezett, valamint a kezeletlen kontroll parcellái fertőződtek leghamarabb és legerősebben. Az önálló QoI-hatóanyagok (piraklostrobin (I.a.), azoxistorbin (I.b.) és trifloxistrobin (I.c.)) használatakor ismét gyenge hatékonyságot tapasztaltunk mindkét fajtában. Eleinte még látszódott a hatás, de a vegetáció végére megszűnt, a fertőzöttség pedig megközelítette a kezeletlen kontrollét (22. ábra). 22. ábra. Az I. csoport (a/ piraklostrobin; b/ azoxistrobin; c/ trifloxistrobin) fertőzöttségének alakulása levélen a vizsgált fajták A. Olasz rizling; B., Merlot esetében a 2009 évben. 73

74 A QoI-hatóanyagok Plasmopara viticola elleni hatóanyagokkal kiegészített kombinációi (a piraklostrobin + metiram (II.a.), az azoxistrobin + folpet (II.b.), a trifloxistrobin + cimoxanil (II.c.) és a cimoxanil + famoxadon (II.d.)) az I. csoporthoz és a 2008-as eredményekhez képest is hatékonyabbnak bizonyultak mindkét fajtában (23. ábra). Jobb hatékonyság mutatkozott meg, a Merlot Cl es fajta esetében, a csoporton belül pedig a piraklostrobin + metiram kombinációja volt a legeredményesebb (23. ábra). 23. ábra. A II. csoport (a/ piraklostrobin+metiram; b/ azoxistrobin+folpet; c/ trifloxistrobin+cimoxanil) fertőzöttségének alakulása levélen A., Olasz rizling; B., Merlot fajták esetében a évben. 74

75 A QoI-hatóanyagok Plasmopara viticola és Erysiphe necator elleni hatóanyagokkal kiegészített kombinációi (piraklostrobin + metiram +kén (III.a.), trifloxistrobin + cimoxanil + kén (III.b.), az azoxistrobin + folpet + penkonazol (III.c.)) az I. és II. csoportban alkalmazott hatóanyagokhoz és kombinációkhoz képest hatékonyabbnak bizonyultak. A különbség nagyobb volt, mint 2008-ban. A III. csoport és a kezeletlen kontroll fertőzöttségében jelentős különbség alakult ki, és ez a vegetáció végéig megmaradt (24. ábra). 24. ábra. A III. csoport (a/ piraklostrobin + metiram +kén; b/ trifloxistrobin + cimoxanil + kén; c/ az azoxistrobin + folpet + penkonazol) fertőzöttségének alakulása levélen A., Olasz rizling; B., Merlot fajták esetében a évben. 75

76 A IV. csoport, amelyben a BASF (IV.a.), a Bayer (IV.b.) és a Syngenta (IV.c.) aktuális védekezési programját alkalmaztuk 2009-ben is (akárcsak az előző évben) a leghatékonyabbnak bizonyult. A fertőzöttségi szint ebben a csoportban a vegetáció végére sem érte el az 5%-ot, 0% és 2% között változott. Leghatékonyabb a BASF technológiája volt az Olasz rizling GK1 fajtában (25. ábra). 25. ábra. A IV. csoport (a/ BASF; b/ Bayer; c/ Syngenta) fertőzöttségének alakulása levélen A., Olasz rizling; B., Merlot fajták esetében a 2009-es évben. A III. (peronoszpóra- és lisztharmatölő szerekkel kiegészített QoI-hatóanyagok) és IV. (gyártói komplex ajánlások) csoport esetében a megbetegedés sokkal később kezdődött, és a fertőzőttség is jóval alacsonyabb szintet (18% és 5%) ért el, mint a II. (75%) de legfőképp az I. (95%) csoport esetében. 76

77 A 2009-es évben az egyes fungicidcsoportok közötti hatékonyságbeli különbségek már határozottabban megmutatkoztak (8. táblázat). A varianciaanalízis az I. és a II. csoport valamint a kezeletlen kontroll között nem mutatott szignifikáns eltérést, hasonlóan a 2008-as évihez. Az erős fertőzési nyomás hatására a II. és a III. csoport közötti határvonal elmosódott. A statisztikai elemzések során, azonban a III. csoport szignifikánsan hatékonyabbnak bizonyult az I.és a II. csoportnál, valamint a kezeletlen kontrollnál. A IV. csoport volt ebben az évben is a leghatékonyabb, szignifikánsan fölülmúlta az I. és a II. csoportot, s hasonlóképpen a kezeletlen kontrollt is. 8. táblázat. A különböző fungicidcsoportokkal végzett védekezés hatékonysága 2009-ben Fertőzöttségi szint 1 Fix hatás Kezelések SE (P value =) OR 7 (n = 140) M 8 (n = 140) Trt 9 Var 10 Ttr x Var 11 I abe 0.67 abe ±0.14 II bac 0.26 bac ±0.12 III cd 0.20 cd ±0.14 IV d 0.07 d ±0.14 K e 1.45 e ± Jelentése ± SE (Standard Hiba). 2 QoI hatóanyagok. 3 QoI hatóanyagok és P. viticola elleni kiegészítő anyagok. 4 QoI hatóanyagok és E. necator elleni kiegészítő anyagok. 5 Gyártók által javasolt védekezési technológia. 6 Kezeletlen kontroll. 7 Olasz rizling GK 1. 8 Merlot CI Kezeléshatás; 10 Fajta hatás; 11 Kezelés és fajta hatás interakciója. abcde Az azonos oszlopok egymástól eltérő mutatói (P<0.05). n A felvételezést követő súlyozottan átlagolt ismétlések száma. <

78 A évi vizsgálatok eredményei Számottevő különbséget tapasztaltunk a 2010-es évben a vizsgált fungicidcsoportok között. A vizsgálatba vont fajták ( Merlot CI 181 és Olasz rizling GK 1 ) fogékonysága közötti különbség is jobban kirajzolódott, mint az előző esztendőkben. A 2010-es évben a kezeletlen kontroll fertőzöttsége a 100%-os szintet július végére érte el. A tervezett permetezési intervallumok betartását negyban nehezítette a május végén érkezett nagy mennyiségű csapadék, melynek következtében a permetelé lemosódását elkerülendő hosszabb szünetet kellett tartanunk a 2. és a 3. permetezés között. Az önálló QoI-hatóanyagok (piraklostrobin (I.a.), azoxistorbin (I.b.) és trifloxistrobin (I.c.)) úgy az Olasz rizling GK 1, mint a Merlot C1 181 fajta esetében csak rövid ideig mutattak némi lisztharmat elleni hatékonyságot a kezeletlen kontrollhoz viszonyítva, a tenyészidőszak végére pedig ez a kis különbség is eltűnt, 100%-os fertőzöttség alakult ki (26. ábra). Az Olasz rizling GK1 esetében a teljes lisztharmat-borítottság már július hónapban, míg a Merlot CI 181 -es fajta esetében augusztus elején következett be. A 2008-as évtől a 2010-es év végéig a csoport hatékonysága nagymértékben csökkent. 78

79 26. ábra. Az I. csoport (a / piraklostrobin; b / azoxistrobin; c / trifloxistrobin) fertőzöttségének alakulása levélen a vizsgált fajták esetében a évben. A QoI-hatóanyagok Plasmopara viticola elleni hatóanyagokkal kiegészített kombinációi (a piraklostrobin + metiram (II.a.), az azoxistrobin + folpet (II.b.), a trifloxistrobin + cimoxanil (II.c.) és a cimoxanil + famoxadon (II.d.)) 2010-ben is hatékonyabbak voltak, a 100%-os fertőzöttségi szint az ezekkel permetezett parcellákban később alakult ki, mint az önálló strobilurinokkal permetezettekben. A fertőzöttség július augusztus hónapokban érte el a 60%-os szintet, amikor a kezeletlen növények felületét már teljesen befedte a lisztharmat. A vizsgálatba vont két szőlőfajta esetében a kórfolyamat közel azonos ütemben zajlott le, a vegetáció végére mindkét fajta lombozata 100%-osan fertőződött (27. ábra). 79